Митохондрии в оковах мутантного гентингтина: анализ нарушений морфологии и внутриклеточного транспорта

Аннотация

Митохондрии – полуавтономные полифункциональные органеллы, обеспечивающие клетку энергией. Они способны перемещаться, сливаться и делиться, образовывая ветвящиеся сети. Численность митохондрий, плотность расположения, степень сложности их сети индивидуальна для каждого типа клеток, определяется потребностью клетки в ATP и других метаболитах, в биогенез которых вовлечены митохондрии. Известно, что митохондриальные нарушения характерны для нейродегенеративных заболеваний. Однако связь между нарушениями морфогенеза митохондрий, их внутриклеточным расположением и движением с нейродегенеративными процессами продолжает активно изучаться. Также существуют сложности в интерпретации и сравнительном анализе данных, полученных различными авторами, обусловленные разнообразием методов анализа. Данная работа посвящена исследованию влияния мутации белка гентингтина (HTT), вызывающей нейродегенеративное заболевание, болезнь Гентингтона (БГ), на морфологию и движение митохондрий в связи с сопутствующими нарушениями цитоскелета. Мы провели систематический анализ доступных инструментов для автоматического анализа и, выбрав оптимальные (MiNA, TrackMate, JACoP), исследовали влияние мутации белка HTT на морфологию, подвижность и взаимодействие митохондрий с компонентами цитоскелета с целью выявить специфические нарушения, непосредственно связанные с патогенезом БГ. Проведённый анализ позволил установить, что митохондрии в клетках с мутантным гентингтином (mHTT) были значительно короче и сильнее ветвились, их подвижность была снижена, и, в сравнении с нормой, изменялся характер их взаимодействия с микротрубочками и виментиновыми филаментами. Таким образом, наша работа устанавливает связь между БГ и специфическими дефектами митохондриальной сети, внося вклад в понимание клеточных механизмов развития заболевания. Полученные данные позволяют предположить, что mHTT нарушает взаимодействие митохондрий с компонентами цитоскелета, ответственными за их движение и распределение в клетке, негативно воздействуя на подвижность и морфологию митохондрий.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

# Авторы внесли равный вклад в работу.

Вклад авторов

В.И. Паско, А.С. Чуркина, Л.Д. Беликова – проведение экспериментов; С.В. Лаврушкина, А.В. Бураков – микроскопия; А.С. Чуркина, В.И. Паско, А.С. Шахов – написание текста; И.Б. Алиева, А.С. Чуркина, А.Н. Богомазова, М.А. Лагарькова – концепция и руководство работой; И.Б. Алиева, А.С. Чуркина, А.С. Шахов, А.В. Бураков – обсуждение результатов исследования; И.Б. Алиева, А.В. Бураков, М.А. Лагарькова – редактирование текста статьи.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (Федеральная научно-техническая программа развития генетических технологий на 2019–2030 годы, соглашение № 075-15-2025-518*).

Благодарности

Авторы благодарят Программу развития МГУ (ПНР 5.13) и ЦКП «Субдифракционная микроскопия и спектроскопия» МГУ за предоставление доступа к оборудованию.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в исследовании с участием людей, соответствуют этическим стандартам национального комитета по исследовательской этике и Хельсинкской декларации 1964 года и её последующим изменениям или сопоставимым нормам этики. От каждого из включённых в исследование участников было получено информированное добровольное согласие. Протокол исследования был одобрен Этическим комитетом при ФГБУ ФНКЦ ФХМ ФМБА России (протокол № 2016/09/08 от 8 сентября 2015 года).

Список литературы

1. Ren, X., Zhou, H., Sun, Y., Fu, H., Ran, Y., Yang, B., Yang, F., Bjorklund, M., and Xu, S. (2023) MIRO‐1 interacts with VDAC‐1 to regulate mitochondrial membrane potential in Caenorhabditis elegans, EMBO Rep., 24, e56297, https://doi.org/10.15252/embr.202256297.

2. Kulik, A. V., Gioeva, F. K., and Minin, A. A. (2002) Videomicroscopic studies of the movement of mitochondria, Russ. J. Dev. Biol., 33, 299-305, https://doi.org/10.1023/A:1020445008014.

3. Kulik, A. V., Nekrasova, O. E., and Minin, A. A. (2006) Fibrillar actin regulates mitochondrial motility [in Russian], Biol. Membr., 23, 42-51.

4. Minin, A. A., Kulik, A. V., Gyoeva, F. K., Li, Y., Goshima, G., and Gelfand, V. I. (2006) Regulation of mitochondria distribution by RhoA and formins, J. Cell Sci., 119, 659-670, https://doi.org/10.1242/jcs.02762.

5. Nekrasova, O. E., Kulik, A. V., and Minin, A. A. (2007) Protein kinase C regulates mitochondrial motility, Biochem. Moscow Suppl. Ser. A, 1, 108-113, https://doi.org/10.1134/S199074780702002X.

6. Plucińska, G., and Misgeld, T. (2016) Imaging of neuronal mitochondria in situ, Curr. Opin. Neurobiol., 39, 152-163, https://doi.org/10.1016/j.conb.2016.06.006.

7. Morris, R. L., and Hollenbeck, P. J. (1993) The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth, J. Cell. Sci., 104, 917-927, https://doi.org/10.1242/jcs.104.3.917.

8. Kraft, L. M., and Lackner, L. L. (2018) Mitochondrial anchors: Positioning mitochondria and more, Biochem. Biophys. Res. Commun., 500, 2-8, https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2017.06.193.

9. Malla, B., Liotta, A., Bros, H., Ulshöfer, R., Paul, F., Hauser, A. E., Niesner, R., and Infante-Duarte, C. (2022) Teriflunomide preserves neuronal activity and protects mitochondria in brain slices exposed to oxidative stress, IJMS, 23, 1538, https://doi.org/10.3390/ijms23031538.

10. Lawrence, E., Boucher, E., and Mandato, C. (2016) Mitochondria-cytoskeleton associations in mammalian cytokinesis, Cell Division, 11, 3, https://doi.org/10.1186/s13008-016-0015-4.

11. Fernández Casafuz, A. B., De Rossi, M. C., and Bruno, L. (2023) Mitochondrial cellular organization and shape fluctuations are differentially modulated by cytoskeletal networks, Sci. Rep., 13, 4065, https://doi.org/10.1038/s41598-023-31121-w.

12. Kang, J.-S., Tian, J.-H., Pan, P.-Y., Zald, P., Li, C., Deng, C., and Sheng, Z.-H. (2008) Docking of axonal mitochondria by syntaphilin controls their mobility and affects short-term facilitation, Cell, 132, 137-148, https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.11.024.

13. Pathak, D., Sepp, K. J., and Hollenbeck, P. J. (2010) Evidence that myosin activity opposes microtubule-based axonal transport of mitochondria, J. Neurosci., 30, 8984-8992, https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1621-10.2010.

14. Nekrasova, O. E., Mendez, M. G., Chernoivanenko, I. S., Tyurin-Kuzmin, P. A., Kuczmarski, E. R., Gelfand, V. I., Goldman, R. D., and Minin, A. A. (2011) Vimentin intermediate filaments modulate the motility of mitochondria, MBoC, 22, 2282-2289, https://doi.org/10.1091/mbc.e10-09-0766.

15. Chernoivanenko, I. S., Matveeva, E. A., Gelfand, V. I., Goldman, R. D., and Minin, A. A. (2015) Mitochondrial membrane potential is regulated by vimentin intermediate filaments, FASEB J., 29, 820-827, https://doi.org/10.1096/fj.14-259903.

16. Qin, Y., Jiang, X., Yang, Q., Zhao, J., Zhou, Q., and Zhou, Y. (2021) The functions, methods, and mobility of mitochondrial transfer between cells, Front. Oncol., 11, 672781, https://doi.org/10.3389/fonc.2021.672781.

17. Chen, E. H. (2005) Unveiling the mechanisms of cell-cell fusion, Science, 308, 369-373, https://doi.org/10.1126/science.1104799.

18. Hroudová, J., Singh, N., and Fišar, Z. (2014) Mitochondrial dysfunctions in neurodegenerative diseases: relevance to Alzheimer’s disease, Biomed Res. Int., 2014, 175062, https://doi.org/10.1155/2014/175062.

19. Peggion, C., Calì, T., and Brini, M. (2024) Mitochondria dysfunction and neuroinflammation in neurodegeneration: who comes first? Antioxidants, 13, 240, https://doi.org/10.3390/antiox13020240.

20. Jenkins, B. G., Koroshetz, W. J., Beal, M. F., and Rosen, B. R. (1993) Evidence for irnnairment of energy metabofism in vivo in Huntington’s disease using localized 1H NMR spectroscopy, Neurology, 43, 2689-2689, https://doi.org/10.1212/WNL.43.12.2689.

21. Beighton, P., and Hayden, M. R. (1981) Huntington’s chorea, South Afr. Med. J., 59, 250.

22. MacMillan, J. C., Morrison, P. J., Nevin, N. C., Shaw, D. J., Harper, P. S., Quarrell, O. W., and Snell, R. G. (1993) Identification of an expanded CAG repeat in the Huntington’s disease gene (IT15) in a family reported to have benign hereditary chorea, J. Med. Genet., 30, 1012-1013, https://doi.org/10.1136/jmg.30.12.1012.

23. Селиверстов Ю., Драницына М., Кравченко М., Клюшников С., Иллариошкин С. (2017) Эпидемиология болезни Гентингтона в Российской Федерации, Болезнь Паркинсона и расстройства движений. Руководство для врачей по материалам IV Национального конгресса по болезни Паркинсона и расстройствам движений (с международным участием) (под редакцией С.Н. Иллариошкина, О.С. Левина), с. 244-246.

24. Rawlins, M. D., Wexler, N. S., Wexler, A. R., Tabrizi, S. J., Douglas, I., Evans, S. J. W., and Smeeth, L. (2016) The prevalence of Huntington’s disease, Neuroepidemiology, 46, 144-153, https://doi.org/10.1159/000443738.

25. Pringsheim, T., Wiltshire, K., Day, L., Dykeman, J., Steeves, T., and Jette, N. (2012) The incidence and prevalence of Huntington’s disease: a systematic review and meta-analysis, Mov. Disord., 27, 1083-1091, https://doi.org/10.1002/mds.25075.

26. Baig, S. S., Strong, M., and Quarrell, O. W. (2016) The global prevalence of Huntington’s disease: a systematic review and discussion, Neurodegener. Dis. Manag., 6, 331-343, https://doi.org/10.2217/nmt-2016-0008.

27. Podvin, S., Reardon, H. T., Yin, K., Mosier, C., and Hook, V. (2019) Multiple clinical features of Huntington’s disease correlate with mutant HTT gene CAG repeat lengths and neurodegeneration, J. Neurol., 266, 551-564, https://doi.org/10.1007/s00415-018-8940-6.

28. Quarrell, O., O’Donovan, K. L., Bandmann, O., and Strong, M. (2012) The prevalence of juvenile Huntington’s disease: a review of the literature and meta-analysis, PLoS Curr., 4, e4f8606b742ef3, https://doi.org/10.1371/4f8606b742ef3.

29. Churkina (Taran), A. S., Shakhov, A. S., Kotlobay, A. A., and Alieva, I. B. (2022) Huntingtin and other neurodegeneration-associated proteins in the development of intracellular pathologies: potential target search for therapeutic intervention, Int. J. Mol. Sci., 23, 15533, https://doi.org/10.3390/ijms232415533.

30. Sousa, C. M., and Humbert, S. (2013) Huntingtin: here, there, everywhere!, J. Huntingtons Dis., 2, 395-403, https://doi.org/10.3233/JHD-130082.

31. Hoffner, G., Kahlem, P., and Djian, P. (2002) Perinuclear localization of huntingtin as a consequence of its binding to microtubules through an interaction with beta-tubulin: relevance to Huntington’s disease, J. Cell Sci., 115, 941-948, https://doi.org/10.1242/jcs.115.5.941.

32. Tousley, A., Iuliano, M., Weisman, E., Sapp, E., Richardson, H., Vodicka, P., Alexander, J., Aronin, N., DiFiglia, M., and Kegel-Gleason, K. B. (2019) Huntingtin associates with the actin cytoskeleton and α-actinin isoforms to influence stimulus dependent morphology changes, PLoS One, 14, 1-28, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0212337.

33. Engelender, S., Sharp, A. H., Colomer, V., Tokito, M. K., Lanahan, A., Worley, P., Holzbaur, E. L. F., and Ross, C. A. (1997) Huntingtin-associated Protein 1 (HAP1) Interacts with the p150Glued subunit of dynactin, Hum. Mol. Genet., 6, 2205-2212, https://doi.org/10.1093/hmg/6.13.2205.

34. Li, Z., Karlovich, C. A., Fish, M. P., Scott, M. P., and Myers, R. M. (1999) A putative Drosophila homolog of the Huntington’s disease gene, Hum. Mol. Genet., 8, 1807-1815, https://doi.org/10.1093/hmg/8.9.1807.

35. Caviston, J. P., Ross, J. L., Antony, S. M., Tokito, M., and Holzbaur, E. L. F. (2007) Huntingtin facilitates dynein/dynactin-mediated vesicle transport, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 10045-10050, https://doi.org/10.1073/pnas.0610628104.

36. Kaltenbach, L. S., Romero, E., Becklin, R. R., Chettier, R., Bell, R., Phansalkar, A., Strand, A., Torcassi, C., Savage, J., Hurlburt, A., Cha, G. H., Ukani, L., Chepanoske, C. L., Zhen, Y., Sahasrabudhe, S., Olson, J., Kurschner, C., Ellerby, L. M., Peltier, J. M., Botas, J., and Hughes, R. E. (2007) Huntingtin interacting proteins are genetic modifiers of neurodegeneration, PLoS Genet., 3, 689-708, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.0030082.

37. El-Daher, M.-T., Hangen, E., Bruyere, J., Poizat, G., Al-Ramahi, I., Pardo, R., Bourg, N., Souquere, S., Mayet, C., Pierron, G., Leveque-Fort, S., Botas, J., Humbert, S., and Saudou, F. (2015) Huntingtin proteolysis releases non-polyQ fragments that cause toxicity through dynamin 1 dysregulation, EMBO J., 34, 2255-2271, https://doi.org/10.15252/embj.201490808.

38. Pal, A., Severin, F., Lommer, B., Shevchenko, A., and Zerial, M. (2006) Huntingtin-HAP40 complex is a novel Rab5 effector that regulates early endosome motility and is up-regulated in Huntington’s disease, J. Cell Biol., 172, 605-618, https://doi.org/10.1083/jcb.200509091.

39. Saudou, F., and Humbert, S. (2016) The biology of Huntingtin, Neuron, 89, 910-926, https://doi.org/10.1016/j.neuron.2016.02.003.

40. Taran, A. S., Shuvalova, L. D., Lagarkova, M. A., and Alieva, I. B. (2020) Huntington’s disease-an outlook on the interplay of the HTT protein, microtubules and actin cytoskeletal components, Cells, 9, 1514, https://doi.org/10.3390/cells9061514.

41. Gutekunst, C.-A., Li, S.-H., Yi, H., Ferrante, R. J., Li, X.-J., and Hersch, S. M. (1998) The cellular and subcellular localization of huntingtin-associated protein 1 (HAP1): comparison with huntingtin in rat and human, J. Neurosci., 18, 7674-7686, https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.18-19-07674.1998.

42. Choo, Y. S., Johnson, G. V., MacDonald, M., Detloff, P. J., and Lesort, M. (2004) Mutant huntingtin directly increases susceptibility of mitochondria to the calcium-induced permeability transition and cytochrome c release, Hum. Mol. Genet., 13, 1407-1420, https://doi.org/10.1093/hmg/ddh162.

43. Orr, A. L., Li, S., Wang, C.-E., Li, H., Wang, J., Rong, J., Xu, X., Mastroberardino, P. G., Greenamyre, J. T., and Li, X.-J. (2008) N-terminal mutant huntingtin associates with mitochondria and impairs mitochondrial trafficking, J. Neurosci., 28, 2783-2792, https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.0106-08.2008.

44. Lim, D., Fedrizzi, L., Tartari, M., Zuccato, C., Cattaneo, E., Brini, M., and Carafoli, E. (2008) Calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in striatal neurons of Huntington disease, J. Biol. Chem., 283, 5780-5789, https://doi.org/10.1074/jbc.M704704200.

45. Quintanilla, R. A., Jin, Y. N., Von Bernhardi, R., and Johnson, G. V. (2013) Mitochondrial permeability transition pore induces mitochondria injury in Huntington disease, Mol. Neurodegener., 8, 45, https://doi.org/10.1186/1750-1326-8-45.

46. Correa, B. H. M., Moreira, C. R., Hildebrand, M. E., and Vieira, L. B. (2023) The role of voltage-gated calcium channels in basal ganglia neurodegenerative disorders, Curr. Neuropharmacol., 21, 183-201, https://doi.org/10.2174/1570159X20666220327211156.

47. Nekrasov, E. D., Vigont, V. A., Klyushnikov, S. A., Lebedeva, O. S., Vassina, E. M., Bogomazova, A. N., Chestkov, I. V., Semashko, T. A., Kiseleva, E., Suldina, L. A., Bobrovsky, P. A., Zimina, O. A., Ryazantseva, M. A., Skopin, A. Yu., Illarioshkin, S. N., Kaznacheyeva, E. V., Lagarkova, M. A., and Kiselev, S. L. (2016) Manifestation of Huntington’s disease pathology in human induced pluripotent stem cell-derived neurons, Mol. Neurodegener., 11, 27, https://doi.org/10.1186/s13024-016-0092-5.

48. Vigont, V. A., Grekhnev, D. A., Lebedeva, O. S., Gusev, K. O., Volovikov, E. A., Skopin, A. Yu., Bogomazova, A. N., Shuvalova, L. D., Zubkova, O. A., Khomyakova, E. A., Glushankova, L. N., Klyushnikov, S. A., Illarioshkin, S. N., Lagarkova, M. A., and Kaznacheyeva, E. V. (2021) STIM2 mediates excessive store-operated calcium entry in patient-specific iPSC-derived neurons modeling a juvenile form of Huntington’s disease, Front. Cell Dev. Biol., 9, 625231, https://doi.org/10.3389/fcell.2021.625231.

49. Grekhnev, D. A., Kaznacheyeva, E. V., and Vigont, V. A. (2022) Patient-specific iPSCs-based models of neurodegenerative diseases: focus on aberrant calcium signaling, Int. J. Mol. Sci., 23, 624, https://doi.org/10.3390/ijms23020624.

50. Jędrak, P., Mozolewski, P., Węgrzyn, G., and Więckowski, M. R. (2018) Mitochondrial alterations accompanied by oxidative stress conditions in skin fibroblasts of Huntington’s disease patients, Metab. Brain Dis., 33, 2005-2017, https://doi.org/10.1007/s11011-018-0308-1.

51. Vanisova, M., Stufkova, H., Kohoutova, M., Rakosnikova, T., Krizova, J., Klempir, J., Rysankova, I., Roth, J., Zeman, J., and Hansikova, H. (2022) Mitochondrial organization and structure are compromised in fibroblasts from patients with Huntington’s disease, Ultrastruct. Pathol., 46, 462-475, https://doi.org/10.1080/01913123.2022.2100951.

52. Taran, A., Belikova, L., Lavrushkina, S., Bogomazova, A., Lagarkova, M., and Alieva, I. (2022) Microtubule plus-end dynamics visualization in Huntington’s disease model based on human primary skin fibroblasts, J. Visual. Exp., 2022, 179, https://doi.org/10.3791/62963.

53. Valente, A. J., Maddalena, L. A., Robb, E. L., Moradi, F., and Stuart, J. A. (2017) A simple ImageJ macro tool for analyzing mitochondrial network morphology in mammalian cell culture, Acta Histochem., 119, 315-326, https://doi.org/10.1016/j.acthis.2017.03.001.

54. Hemel, I. M. G. M., Engelen, B. P. H., Luber, N., and Gerards, M. (2021) A hitchhiker’s guide to mitochondrial quantification, Mitochondrion, 59, 216-224, https://doi.org/10.1016/j.mito.2021.06.005.

55. Tinevez, J.-Y., Perry, N., Schindelin, J., Hoopes, G. M., Reynolds, G. D., Laplantine, E., Bednarek, S. Y., Shorte, S. L., and Eliceiri, K. W. (2017) TrackMate: An open and extensible platform for single-particle tracking, Methods, 115, 80-90, https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2016.09.016.

56. Oikawa, K., Imai, T., Thagun, C., Toyooka, K., Yoshizumi, T., Ishikawa, K., Kodama, Y., and Numata, K. (2021) Mitochondrial movement during its association with chloroplasts in Arabidopsis thaliana, Commun. Biol., 4, 292, https://doi.org/10.1038/s42003-021-01833-8.

57. Ershov, D., Phan, M.-S., Pylvänäinen, J. W., Rigaud, S. U., Le Blanc, L., Charles-Orszag, A., Conway, J. R. W., Laine, R. F., Roy, N. H., Bonazzi, D., Duménil, G., Jacquemet, G., and Tinevez, J.-Y. (2022) TrackMate 7: integrating state-of-the-art segmentation algorithms into tracking pipelines, Nat. Methods, 19, 829-832, https://doi.org/10.1038/s41592-022-01507-1.

58. Bolte, S., and Cordelières, F. P. (2006) A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy, J. Microsc., 224, 213-232, https://doi.org/10.1111/j.1365-2818.2006.01706.x.

59. Yan, Y., Yu, L., Castro, L., and Dixon, D. (2017) ERα36, a variant of estrogen receptor α, is predominantly localized in mitochondria of human uterine smooth muscle and leiomyoma cells, PLoS One, 12, e0186078, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0186078.

60. Stauffer, W., Sheng, H., and Lim, H. N. (2018) EzColocalization: an ImageJ plugin for visualizing and measuring colocalization in cells and organisms, Sci. Rep., 8, 15764, https://doi.org/10.1038/s41598-018-33592-8.

61. Deshmukh, V., and Martin, J. F. (2024) SETD3 is a mechanosensitive enzyme that methylates actin on His73 to regulate mitochondrial dynamics and function, J. Cell Sci., 137, jcs261268, https://doi.org/10.1242/jcs.261268.

62. López-Cabrera, A., Piñero-Pérez, R., Álvarez-Córdoba, M., Cilleros-Holgado, P., Gómez-Fernández, D., Reche-López, D., Romero-González, A., Romero-Domínguez, J. M., De La Mata, M., De Pablos, R. M., González-Granero, S., García-Verdugo, J. M., and Sánchez-Alcázar, J. A. (2025) Iron accumulation and lipid peroxidation in cellular models of nemaline myopathies, Int. J. Mol. Sci., 26, 1434, https://doi.org/10.3390/ijms26041434.

63. Manders, E. M. M., Verbeek, F. J., and Aten, J. A. (1993) Measurement of co-localization of objects in dual-colour confocal images, J. Microsc., 169, 375-382, https://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1993.tb03313.x.

64. Zinchuk, V., Wu, Y., and Grossenbacher-Zinchuk, O. (2013) Bridging the gap between qualitative and quantitative colocalization results in fluorescence microscopy studies, Sci. Rep., 3, 1365, https://doi.org/10.1038/srep01365.

65. Shakhov, A. S., Kovaleva, P. A., Churkina, A. S., Kireev, I. I., and Alieva, I. B. (2022) Colocalization analysis of cytoplasmic actin isoforms distribution in endothelial cells, Biomedicines, 10, 3194, https://doi.org/10.3390/biomedicines10123194.

66. Bosch, A., and Calvo, M. (2019) Automated quantitative analysis of mitochondrial morphology, In Computer Optimized Microscopy (Rebollo, E., and Bosch, M., eds) Springer New York, NY, pp. 99-115, https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9686-5_6.

67. Vowinckel, J., Hartl, J., Butler, R., and Ralser, M. (2015) MitoLoc: a method for the simultaneous quantification of mitochondrial network morphology and membrane potential in single cells, Mitochondrion, 24, 77-86, https://doi.org/10.1016/j.mito.2015.07.001.

68. Lefebvre, A. E. Y. T., Ma, D., Kessenbrock, K., Lawson, D. A., and Digman, M. A. (2021) Automated segmentation and tracking of mitochondria in live-cell time-lapse images, Nat. Methods, 18, 1091-1102, https://doi.org/10.1038/s41592-021-01234-z.

69. Gerencser, A. A., and Nicholls, D. G. (2008) Measurement of instantaneous velocity vectors of organelle transport: mitochondrial transport and bioenergetics in hippocampal neurons, Biophys. J., 95, 3079-3099, https://doi.org/10.1529/biophysj.108.135657.

70. Miller, K. E., Liu, X.-A., and Puthanveettil, S. V. (2015) Automated measurement of fast mitochondrial transport in neurons, Front. Cell. Neurosci., 9, 435, https://doi.org/10.3389/fncel.2015.00435.

71. Browne, S. E., Ferrante, R. J., and Beal, M. F. (1999) Oxidative stress in Huntington’s disease, Brain Pathol., 9, 147-163, https://doi.org/10.1111/j.1750-3639.1999.tb00216.x.

72. Kumar, A., and Ratan, R. R. (2016) Oxidative stress and Huntington’s disease: the good, the bad, and the ugly, J. Huntingtons Dis., 5, 217-237, https://doi.org/10.3233/JHD-160205.

73. Zheng, J., Winderickx, J., Franssens, V., and Liu, B. (2018) A mitochondria-associated oxidative stress perspective on Huntington’s disease, Front. Mol. Neurosci., 11, 329, https://doi.org/10.3389/fnmol.2018.00329.

74. Joshi, D. C., Chavan, M. B., Gurow, K., Gupta, M., Dhaliwal, J. S., and Ming, L. C. (2025) The role of mitochondrial dysfunction in Huntington’s disease: implications for therapeutic targeting, Biomed. Pharmacother., 183, 117827, https://doi.org/10.1016/j.biopha.2025.117827.

75. Liot, G., Bossy, B., Lubitz, S., Kushnareva, Y., Sejbuk, N., and Bossy-Wetzel, E. (2009) Complex II inhibition by 3-NP causes mitochondrial fragmentation and neuronal cell death via an NMDA- and ROS-dependent pathway, Cell Death Differ., 16, 899-909, https://doi.org/10.1038/cdd.2009.22.

76. Shirendeb, U., Reddy, A. P., Manczak, M., Calkins, M. J., Mao, P., Tagle, D. A., and Hemachandra Reddy, P. (2011) Abnormal mitochondrial dynamics, mitochondrial loss and mutant huntingtin oligomers in Huntington’s disease: implications for selective neuronal damage, Hum. Mol. Genet., 20, 1438-1455, https://doi.org/10.1093/hmg/ddr024.

77. Kim, J., Moody, J. P., Edgerly, C. K., Bordiuk, O. L., Cormier, K., Smith, K., Beal, M. F., and Ferrante, R. J. (2010) Mitochondrial loss, dysfunction and altered dynamics in Huntington’s disease, Hum. Mol. Genet., 19, 3919-3935, https://doi.org/10.1093/hmg/ddq306.

78. Martinez-Vicente, M., Talloczy, Z., Wong, E., Tang, G., Koga, H., Kaushik, S., De Vries, R., Arias, E., Harris, S., Sulzer, D., and Cuervo, A. M. (2010) Cargo recognition failure is responsible for inefficient autophagy in Huntington’s disease, Nat. Neurosci., 13, 567-576, https://doi.org/10.1038/nn.2528.

79. Ochaba, J., Lukacsovich, T., Csikos, G., Zheng, S., Margulis, J., Salazar, L., Mao, K., Lau, A. L., Yeung, S. Y., Humbert, S., Saudou, F., Klionsky, D. J., Finkbeiner, S., Zeitlin, S. O., Marsh, J. L., Housman, D. E., Thompson, L. M., and Steffan, J. S. (2014) Potential function for the Huntingtin protein as a scaffold for selective autophagy, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 111, 16889-16894, https://doi.org/10.1073/pnas.1420103111.

80. Hwang, S., Disatnik, M., and Mochly-Rosen, D. (2015) Impaired GAPDH-induced mitophagy contributes to the pathology of Huntington’s disease, EMBO Mol. Med., 7, 1307-1326, https://doi.org/10.15252/emmm.201505256.

81. Liot, G., Zala, D., Pla, P., Mottet, G., Piel, M., and Saudou, F. (2013) Mutant huntingtin alters retrograde transport of TrkB receptors in striatal dendrites, J. Neurosci., 33, 6298-6309, https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2033-12.2013.

82. Zala, D., Hinckelmann, M. V., and Saudou, F. (2013) Huntingtin’s function in axonal transport is conserved in Drosophila melanogaster, PLoS One, 8, e60162, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0060162.

83. Zala, D., Hinckelmann, M. V., Yu, H., Lyra Da Cunha, M. M., Liot, G., Cordelières, F. P., Marco, S., and Saudou, F. (2013) Vesicular glycolysis provides on-board energy for fast axonal transport, Cell, 152, 479-491, https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.12.029.

84. Caviston, J. P., and Holzbaur, E. L. F. (2009) Huntingtin as an essential integrator of intracellular vesicular trafficking, Trends Cell Biol., 19, 147-155, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2009.01.005.

85. Allen, C., and Borisy, G. G. (1974) Structural polarity and directional growth of microtubules of Chlamydomonas flagella, J. Mol. Biol., 90, 381-402, https://doi.org/10.1016/0022-2836(74)90381-7.

86. Chang, D. T. W., Rintoul, G. L., Pandipati, S., and Reynolds, I. J. (2006) Mutant huntingtin aggregates impair mitochondrial movement and trafficking in cortical neurons, Neurobiol. Dis., 22, 388-400, https://doi.org/10.1016/j.nbd.2005.12.007.

87. Trushina, E., Dyer, R. B., Badger, J. D., Ure, D., Eide, L., Tran, D. D., Vrieze, B. T., Legendre-Guillemin, V., McPherson, P. S., Mandavilli, B. S., Van Houten, B., Zeitlin, S., McNiven, M., Aebersold, R., Hayden, M., Parisi, J. E., Seeberg, E., Dragatsis, I., Doyle, K., Bender, A., Chacko, C., and McMurray, C. T. (2004) Mutant huntingtin impairs axonal trafficking in mammalian neurons in vivo and in vitro, Mol. Cell. Biol., 24, 8195-8209, https://doi.org/10.1128/MCB.24.18.8195-8209.2004.

88. Oliveira, J. M. A. (2010) Nature and cause of mitochondrial dysfunction in Huntington’s disease: focusing on huntingtin and the striatum, J. Neurochem., 114, 1-12, https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2010.06741.x.

89. Sahlender, D. A., Roberts, R. C., Arden, S. D., Spudich, G., Taylor, M. J., Luzio, J. P., Kendrick-Jones, J., and Buss, F. (2005) Optineurin links myosin VI to the Golgi complex and is involved in Golgi organization and exocytosis, J. Cell Biol., 169, 285-295, https://doi.org/10.1083/jcb.200501162.

90. Capizzi, M., Carpentier, R., Denarier, E., Adrait, A., Kassem, R., Mapelli, M., Couté, Y., and Humbert, S. (2022) Developmental defects in Huntington’s disease show that axonal growth and microtubule reorganization require NUMA1, Neuron, 110, 36-50.e5, https://doi.org/10.1016/j.neuron.2021.10.033.

91. Xu, S., Li, G., Ye, X., Chen, D., Chen, Z., Xu, Z., Ye, L., Stimming, E. F., Marchionini, D., and Zhang, S. (2022) HAP40 is a conserved central regulator of Huntingtin and a specific modulator of mutant Huntingtin toxicity, HAP40 is a conserved central regulator of Huntingtin and a potential modulator of Huntington’s disease pathogenesis, PLoS Genet., 18, e1010302, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1010302.

92. Hookway, C., Ding, L., Davidson, M. W., Rappoport, J. Z., Danuser, G., and Gelfand, V. I. (2015) Microtubule-dependent transport and dynamics of vimentin intermediate filaments, Mol. Biol. Cell, 26, 1675-1686, https://doi.org/10.1091/mbc.E14-09-1398.

93. Hollenbeck, P. J., Bershadsky, A. D., Pletjushkina, O. Y., Tint, I. S., and Vasiliev, J. M. (1989) Intermediate filament collapse is an AtP-dependent and actin-dependent process, J. Cell Sci., 92, 621-631, https://doi.org/10.1242/jcs.92.4.621.