С-Концевой фрагмент филамина С, содержащий 19–24 иммуноглобулин-подобные домены, избирательно взаимодействует с малым белком теплового шока HspB7

Аннотация

Филамин С является адаптерным белком, участвующим в регуляции цитоскелета и взаимодействующим более чем с 90 белками-партнёрами, среди которых выделяют группу малых белков теплового шока. Механизм взаимодействия этих белков с филамином остаётся не полностью изученным. В данной работе с использованием иммунохимических методов, а также методов гель-фильтрации, нативного электрофореза и химического «сшивания» было проанализировано взаимодействие длинного С‑концевого фрагмента, содержащего 19–24 иммуноглобулин-подобные домены (Ig) филамина С человека (FLNC19-24), с различными малыми белками теплового шока. Все использованные методы свидетельствуют о том, что из пяти исследованных малых белков теплового шока (HspB1, а также его 3D мутантная форма, имитирующая фосфорилирование, HspB5, HspB6, HspB7 и HspB8) только HspB7 был способен образовывать комплексы c FLNC19‑24. Тот факт, что HspB7 взаимодействует как с изолированным 24‑м Ig, так и с фрагментами филамина, содержащими 22–24 и 19–24 Ig, убедительно свидетельствует о прочном взаимодействии HspB7 с филамином С и позволяет подтвердить локализацию участка взаимодействия двух белков. Селективное связывание α‑кристаллинового домена HspB7 в области 24‑го домена филамина С вызывает диссоциацию его димеров, предположительно способствуя ускоренному перемещению филамина С в клетке и репарации повреждений сократительного аппарата.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Приложение

Вклад авторов

М.А. Замотина – проведение экспериментов; Л.К. Муранова – проведение иммунохимических экспериментов, подготовка рисунков; П.А. Тюрин-Кузьмин – выделение белков; Н.Н. Случанко – проведение опытов SEC-MALS, обсуждение полученных результатов; Н.Б. Гусев – подготовка и редактирование текста.

Финансирование

Работа поддержана грантом РНФ (№ 24-74-10008) (разделы, касающиеся выделения белков и иммунохимических методов анализа) и грантом научно-образовательных школ МГУ № 23-SCH04-11 (разделы, касающиеся нативного электрофореза и химического «сшивания»).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо выполненных авторами исследований с участием людей или животных в качестве объектов исследования.

Список литературы

1. Nakamura, F., Stossel, T. P., and Hartwig, J. H. (2011) The filamins: organizers of cell structure and function, Cell Adhes. Migrat., 5, 160-169, https://doi.org/10.4161/cam.5.2.14401.

2. Razinia, Z., Makela, T., Ylanne, J., and Calderwood, D. A. (2012) Filamins in mechanosensing and signaling, Annu. Rev. Biophys., 41, 227-246, https://doi.org/10.1146/annurev-biophys-050511-102252.

3. Mao, Z., and Nakamura, F. (2020) Structure and function of filamin C in the muscle Z-disc, Int. J. Mol. Sci., 21, https://doi.org/10.3390/ijms21082696.

4. Van der Flier, A., and Sonnenberg, A. (2001) Structural and functional aspects of filamins, Biochim. Biophys. Acta, 1538, 99-117, https://doi.org/10.1016/s0167-4889(01)00072-6.

5. Himmel, M., Van Der Ven, P. F., Stocklein, W., and Furst, D. O. (2003) The limits of promiscuity: isoform-specific dimerization of filamins, Biochemistry, 42, 430-439, https://doi.org/10.1021/bi026501+.

6. Zhou, A. X., Hartwig, J. H., and Akyurek, L. M. (2010) Filamins in cell signaling, transcription and organ development, Trends Cell Biol., 20, 113-123, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2009.12.001.

7. Noureddine, M., and Gehmlich, K. (2023) Structural and signaling proteins in the Z-disk and their role in cardiomyopathies, Front. Physiol., 14, 1143858, https://doi.org/10.3389/fphys.2023.1143858.

8. Feng, Y., and Walsh, C. A. (2004) The many faces of filamin: a versatile molecular scaffold for cell motility and signalling, Nat. Cell Biol., 6, 1034-1038, https://doi.org/10.1038/ncb1104-1034.

9. Johnson, J., and Gonzalez-Morales, N. (2025) Computational screening of filamin mechanical binding proteins using AlphaFold2, Biochem. Cell Biol., https://doi.org/10.1139/bcb-2025-0194.

10. Fisher, L. A. B., Carriqui-Madronal, B., Mulder, T., Huelsmann, S., Schock, F., and Gonzalez-Morales, N. (2024) Filamin protects myofibrils from contractile damage through changes in its mechanosensory region, PLoS Genet., 20, e1011101, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1011101.

11. Peters, C., Haslbeck, M., and Buchner, J. (2024) Catchers of folding gone awry: a tale of small heat shock proteins, Trends Biochem. Sci., 49, 1063-1078, https://doi.org/10.1016/j.tibs.2024.08.003.

12. Janowska, M. K., Baughman, H. E. R., Woods, C. N., and Klevit, R. E. (2019) Mechanisms of small heat shock proteins, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 11, https://doi.org/10.1101/cshperspect.a034025.

13. Vos, M. J., Kanon, B., and Kampinga, H. H. (2009) HSPB7 is a SC35 speckle resident small heat shock protein, Biochim. Biophys. Acta, 1793, 1343-1353, https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2009.05.005.

14. Wojtowicz, I., Jablonska, J., Zmojdzian, M., Taghli-Lamallem, O., Renaud, Y., Junion, G., Daczewska, M., et al. (2015) Drosophila small heat shock protein CryAB ensures structural integrity of developing muscles, and proper muscle and heart performance, Development, 142, 994-1005, https://doi.org/10.1242/dev.115352.

15. Ulbricht, A., Eppler, F. J., Tapia, V. E., van der Ven, P. F., Hampe, N., Hersch, N., Vakeel, P., Stadel, D., Haas, A., Saftig, P., Behrends, C., Furst, D. O., Volkmer, R., Hoffmann, B., Kolanus, W., and Hohfeld, J. (2013) Cellular mechanotransduction relies on tension-induced and chaperone-assisted autophagy, Curr. Biol., 23, 430-435, https://doi.org/10.1016/j.cub.2013.01.064.

16. Arndt, V., Dick, N., Tawo, R., Dreiseidler, M., Wenzel, D., Hesse, M., Furst, D. O., Saftig, P., Saint, R., Fleischmann, B. K., Hoch, M., and Hohfeld, J. (2010) Chaperone-assisted selective autophagy is essential for muscle maintenance, Curr. Biol., 20, 143-148, https://doi.org/10.1016/j.cub.2009.11.022.

17. Collier, M. P., Alderson, T. R., de Villiers, C. P., Nicholls, D., Gastall, H. Y., Allison, T. M., Degiacomi, M. T., Jiang, H., Mlynek, G., Furst, D. O., van der Ven, P. F. M., Djinovic-Carugo, K., Baldwin, A. J., Watkins, H., Gehmlich, K., and Benesch, J. L. P. (2019) HspB1 phosphorylation regulates its intramolecular dynamics and mechanosensitive molecular chaperone interaction with filamin C, Sci. Adv., 5, eaav8421, https://doi.org/10.1126/sciadv.aav8421.

18. Collier, M. P., and Benesch, J. L. P. (2020) Small heat-shock proteins and their role in mechanical stress, Cell Stress Chaperones, 25, 601-613, https://doi.org/10.1007/s12192-020-01095-z.

19. Muranova, L. K., Vostrikova, V. M., Shatov, V. M., Sluchanko, N. N., and Gusev, N. B. (2023) Interaction of the C-terminal immunoglobulin-like domains (Ig 22-24) of filamin C with human small heat shock proteins, Biochimie, 219, 146-154, https://doi.org/10.1016/j.biochi.2023.11.010.

20. Wang, Z., Cao, G., Collier, M. P., Qiu, X., Broadway-Stringer, S., Saman, D., Ng, J. Z. Y., Sen, N., Azad, A. J., Hooper, C., Zimmermann, J., McDonough, M. A., Brem, J., Rabe, P., Song, H., Alderson, T. R., Schofield, C. J., Bolla, J. R., Djinovic-Carugo, K., Furst, D. O., et al. (2025) Filamin C dimerisation is regulated by HSPB7, Nat. Commun., 16, 4090, https://doi.org/10.1038/s41467-025-58889-x.

21. Mymrikov, E. V., Seit-Nebi, A. S., and Gusev, N. B. (2012) Heterooligomeric complexes of human small heat shock proteins, Cell Stress Chaperones, 17, 157-169, https://doi.org/10.1007/s12192-011-0296-0.

22. Muranova, L. K., Shatov, V. M., Slushchev, A. V., and Gusev, N. B. (2021) Quaternary structure and hetero-oligomerization of recombinant human small heat shock protein HspB7 (cvHsp), Int. J. Mol. Sci., 22, https://doi.org/10.3390/ijms22157777.

23. Shatov, V. M., Muranova, L. K., Zamotina, M. A., Sluchanko, N. N., and Gusev, N. B. (2023) Alpha-crystallin domains of five human small heat shock proteins (sHsps) differ in dimer stabilities and ability to incorporate themselves into oligomers of full-length sHsps, Int. J. Mol. Sci., 24, https://doi.org/10.3390/ijms24021085.

24. Helbing, D. L., Bohm, L., Oraha, N., Stabenow, L. K., and Cui, Y. (2022) A ponceau S staining-based dot blot assay for rapid protein quantification of biological samples, Gels, 8, https://doi.org/10.3390/gels8010043.

25. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, https://doi.org/10.1038/227680a0.

26. Perrie, W. T., and Perry, S. V. (1970) An electrophoretic study of the low-molecular-weight components of myosin, Biochem. J., 119, 31-38, https://doi.org/10.1042/bj1190031.

27. Schagger, H. (2006) Tricine-SDS-PAGE, Nat. Protoc., 1, 16-22, https://doi.org/10.1038/nprot.2006.4.

28. Tyler, J. M., Anderson, J. M., and Branton, D. (1980) Structural comparison of several actin-binding macromolecules, J. Cell Biol., 85, 489-495, https://doi.org/10.1083/jcb.85.2.489.

29. Stossel, T. P., and Hartwig, J. H. (1976) Interactions of actin, myosin, and a new actin-binding protein of rabbit pulmonary macrophages. II. Role in cytoplasmic movement and phagocytosis, J. Cell Biol., 68, 602-619, https://doi.org/10.1083/jcb.68.3.602.

30. Haslbeck, M., Franzmann, T., Weinfurtner, D., and Buchner, J. (2005) Some like it hot: the structure and function of small heat-shock proteins, Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 842-846, https://doi.org/10.1038/nsmb993.

31. Krief, S., Faivre, J. F., Robert, P., Le Douarin, B., Brument-Larignon, N., Lefrere, I., Bouzyk, M. M., Anderson, K. M., Greller, L. D., Tobin, F. L., Souchet, M., and Bril, A. (1999) Identification and characterization of cvHsp. A novel human small stress protein selectively expressed in cardiovascular and insulin-sensitive tissues, J. Biol. Chem., 274, 36592-36600, https://doi.org/10.1074/jbc.274.51.36592.

32. Juo, L. Y., Liao, W. C., Shih, Y. L., Yang, B. Y., Liu, A. B., and Yan, Y. T. (2016) HSPB7 interacts with dimerized FLNC and its absence results in progressive myopathy in skeletal muscles, J. Cell Sci., 129, 1661-1670, https://doi.org/10.1242/jcs.179887.

33. Kley, R. A., Maerkens, A., Leber, Y., Theis, V., Schreiner, A., van der Ven, P. F., Uszkoreit, J., Stephan, C., Eulitz, S., Euler, N., Kirschner, J., Muller, K., Meyer, H. E., Tegenthoff, M., Furst, D. O., Vorgerd, M., Muller, T., and Marcus, K. (2013) A combined laser microdissection and mass spectrometry approach reveals new disease relevant proteins accumulating in aggregates of filaminopathy patients, Mol. Cell. Proteomics, 12, 215-227, https://doi.org/10.1074/mcp.M112.023176.

34. Davies, P. J., Shizuta, Y., and Pastan, I. (1982) Purification and properties of avian and mammalian filamins, Methods Enzymol., 85, 322-328, https://doi.org/10.1016/0076-6879(82)85032-5.

35. Chiang, W., and Greaser, M. L. (2000) Binding of filamin isoforms to myofibrils, J. Muscle Res. Cell Motil., 21, 321-333, https://doi.org/10.1023/a:1005650706464.

36. Seo, M. D., Seok, S. H., Im, H., Kwon, A. R., Lee, S. J., Kim, H. R., Cho, Y., Park, D., and Lee, B. J. (2009) Crystal structure of the dimerization domain of human filamin A, Proteins, 75, 258-263, https://doi.org/10.1002/prot.22336.

37. Heikkinen, O. K., Ruskamo, S., Konarev, P. V., Svergun, D. I., Iivanainen, T., Heikkinen, S. M., Permi, P., Koskela, H., Kilpelainen, I., and Ylanne, J. (2009) Atomic structures of two novel immunoglobulin-like domain pairs in the actin cross-linking protein filamin, J. Biol. Chem., 284, 25450-25458, https://doi.org/10.1074/jbc.M109.019661.