Функциональная дивергенция белка bL36m в митохондриальных рибосомах пекарских дрожжей и человека

Аннотация

Белок L36 является структурным элементом большой субъединицы как бактериальных рибосом, так и рибосом митохондрий и хлоропластов. L36 стабилизирует не только пептидилтрансферазный центр, но и выступ L7/L12, являющийся площадкой для связывания факторов элонгации с рибосомой в ходе трансляционного цикла. Согласно данным криоэлектронной микроскопии, присоединение L36 к большой рибосомной субъединице как в бактериях, так и в митохондриях происходит на заключительном этапе её сборки. Бактериальный L36 не относится к жизненно важным белкам, поскольку делеция гена, кодирующего L36 в бактериях, не приводит к нарушению роста колоний, а также не снижает уровень трансляции. У Saccharomyces cerevisiae делеция гена RTC6, кодирующего митохондриальный гомолог белка L36 (bL36m), приводит к нарушению роста дрожжей на средах с несбраживаемыми источниками углерода. Мы выяснили, что митохондриальная дисфункция, возникающая при отсутствии белка bL36m, вызвана снижением активности комплекса цитохром c-оксидазы в результате селективного нарушения биосинтеза его субъединиц, закодированных в митохондриальном геноме. При этом механизм селективного ингибирования синтеза митохондриальных белков не связан с критическими нарушениями структуры митохондриальных рибосом, а также со снижением их способности связывать мРНК. Мы также показали, что в отличие от S. cerevisiae, отсутствие белка bL36m в клетках человека существенно не влияет на синтез митохондриально закодированных белков и сборку митохондриальных рибосом. Тем не менее снижение митохондриального дыхания в клетках с отсутствием белка bL36m может указывать на не связанные с митохондриальной трансляцией нарушения в организации дыхательной цепи.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Приложение

Вклад авторов

С.А. Левицкий, М.В. Балева, П.А. Каменский – концепция и руководство работой; У.Е. Пиунова, М.В. Балева, И.В. Чичерин, М.С. Ланцова, А.М. Мойсенович – проведение экспериментов; Р.А. Васильев, П.А. Каменский, И.В. Чичерин – обсуждение результатов исследования; М.В. Балева и У.Е. Пиунова – написание текста; С.А. Левицкий – редактирование текста статьи.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение № 075-15-2025-489).

Благодарности

В работе использовалось оборудование, приобретённое за счёт средств Программы развития МГУ. Авторы выражают благодарность Дарье Поташниковой (биологический факультет МГУ) за помощь в сортировке клеток.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Tomal, A., Kwasniak-Owczarek, M., and Janska, H. (2019) An update on mitochondrial ribosome biology: the plant mitoribosome in the spotlight, Cells, 8, 1562, https://doi.org/10.3390/cells8121562.

2. Harper, N. J., Burnside, C., and Klinge, S. (2023) Principles of mitoribosomal small subunit assembly in eukaryotes, Nature, 614, 175-181, https://doi.org/10.1038/s41586-022-05621-0.

3. Zeng, R., Smith, E., and Barrientos, A. (2018) Yeast mitoribosome large subunit assembly proceeds by hierarchical incorporation of protein clusters and modules on the inner membrane, Cell Metab., 27, 645-656.e7., https://doi.org/10.1016/j.cmet.2018.01.012.

4. Brown, A., Rathore, S., Kimanius, D., Aibara, S., Bai, X. C., Rorbach, J., Amunts, A., and Ramakrishnan, V. (2017) Structures of the human mitochondrial ribosome in native states of assembly, Nat. Struct. Mol. Biol., 24, 866-869, https://doi.org/10.1038/nsmb.3464.

5. Rebelo-Guiomar, P., Pellegrino, S., Dent, K. C., Sas-Chen, A., Miller-Fleming, L., Garone, C., Van Haute, L., Rogan, J. F., Dinan, A., Firth, A. E., Andrews, B., Whitworth, A. J., Schwartz, S., Warren, A. J., and Minczuk, M. (2022) A late-stage assembly checkpoint of the human mitochondrial ribosome large subunit, Nat. Commun., 13, 929, https://doi.org/10.1038/s41467-022-28503-5.

6. Ikegami, A., Nishiyama, K., Matsuyama, S., and Tokuda, H. (2005) Disruption of rpmJ encoding ribosomal protein L36 decreases the expression of secY upstream of the spc operon and inhibits protein translocation in Escherichia coli, Biosci. Biotechnol. Biochem., 69, 1595-1602, https://doi.org/10.1271/bbb.69.1595.

7. Zhong, H., and Barrientos, A. (2024) The zinc finger motif in the mitochondrial large ribosomal subunit protein bL36m is essential for optimal yeast mitoribosome assembly and function, Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Res., 1871, 119707, https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2024.119707.

8. Ran, F.A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., and Zhang, F. (2013) Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system, Nat. Protoc., 8, 2281-2308, https://doi.org/10.1038/nprot.2013.143.

9. Concordet, J. P., and Haeussler, M. (2018) CRISPOR: intuitive guide selection for CRISPR/Cas9 genome editing experiments and screens, Nucleic. Acids. Res., 46, W242-W245, https://doi.org/10.1093/nar/gky354.

10. Baleva, M. V., Piunova, U., Chicherin, I., Vasilev, R., Levitskii, S., and Kamenski, P. (2023) Mitochondrial protein SLIRP affects biosynthesis of cytochrome c oxidase subunits in HEK293T cells, Int. J. Mol. Sci., 25, 93, https://doi.org/10.3390/ijms25010093.

11. Wittig, I., Braun, H. P., and Schägger, H. (2006) Blue native PAGE, Nat. Protoc., 1, 418-428, https://doi.org/10.1038/nprot.2006.62.

12. Maeder, C., and Draper, D. E. (2005) A small protein unique to bacteria organizes rRNA tertiary structure over an extensive region of the 50 S ribosomal subunit, J. Mol. Biol., 354, 436-446, https://doi.org/10.1016/j.jmb.2005.09.072.

13. Shirakawa, R., Ishikawa, K., Furuta, K., and Kaito, C. (2023) Knockout of ribosomal protein RpmJ leads to zinc resistance in Escherichia coli, PLoS One, 18, e0277162, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0277162.

14. Towpik, J., Chaciñska, A., Ciesla, M., Ginalski, K., and Boguta, M. (2004) Mutations in the yeast mrf1 gene encoding mitochondrial release factor inhibit translation on mitochondrial ribosomes, J. Biol. Chem., 279, 14096-14103, https://doi.org/10.1074/jbc.M312856200.

15. Brown, A., Amunts, A., Bai, X. C., Sugimoto, Y., Edwards, P. C., Murshudov, G., Scheres, S. H. W., and Ramakrishnan, V. (2014) Structure of the large ribosomal subunit from human mitochondria, Science, 346, 718-722, https://doi.org/10.1126/science.1258026.

16. Baleva, M. V., Piunova, U. E., Chicherin, I. V., Levitskii, S. A., and Kamenski, P. A. (2023) Diversity and evolution of mitochondrial translation apparatus, Biochemistry (Moscow), 88, 1832-1843, https://doi.org/10.1134/S0006297923110135.

17. Ferreira, N., Perks, K. L., Rossetti, G., Rudler, D. L., Hughes, L. A., Ermer, J. A., Scott, L. H., Kuznetsova, I., Richman, T. R., Narayana, V. K., Abudulai, L. N., Shearwood, A. J., Cserne Szappanos, H., Tull, D., Yeoh, G. C., Hool, L. C., Filipovska, A., and Rackham, O. (2019) Stress signaling and cellular proliferation reverse the effects of mitochondrial mistranslation, EMBO J., 38, e102155, https://doi.org/10.15252/embj.2019102155.