Экспрессия генов ионных транспортёров в кишечнике и жабрах самок и самцов трёхиглой колюшки Gasterosteus aculeatus L. при адаптации к пресной воде

Аннотация

Для эвригалинных видов рыб, к которым относится и трёхиглая колюшка, при пресноводной адаптации ключевой реакцией, направленной на поддержание водно-солевого гомеостаза, является увеличение захвата ионов из окружающей среды и уменьшение их потери. Центральный регулятор данного процесса – гормон пролактин – оказывает влияние в первую очередь на жабры и кишечник. Ранее нами было показано, что при пресноводной адаптации у колюшек экспрессия пролактина и чувствительность к нему осморегуляторных тканей меняются неодинаково у самок и самцов. В данной работе определены уровни экспрессии генов α1а‑ и α3а‑субъединиц Na⁺/K⁺‑ATPазы и транспортёров NKCC1a, NKCC2, NCC и NHE2 в тканях жабр и кишечника самок и самцов трёхиглой колюшки Gasterosteus aculeatus L. в условиях острой (24 ч) и хронической (72 ч) пресноводной адаптации по сравнению с контролем. В ходе пресноводной адаптации в кишечнике самок, но не самцов, повышается экспрессия генов nhe2, atp1a3 (а также отношение экспрессии генов atp1a3/atp1a1) и nkcc1a, снижается экспрессия гена nkcc2. У самцов, но не у самок, повышается экспрессия гена ncc в кишечнике. И у самок, и у самцов достоверно снижается экспрессия nkcc1a в жабрах при пресноводном переходе. Полученные данные подтверждают нашу гипотезу о зависимой от пола пластичности осморегуляторной функции у колюшек, более выраженной у самок, что дополнительно согласуется с более сильной активацией пролактиновой оси у самок в условиях пресноводной адаптации, как показано нами ранее.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Вклад авторов

О.В. Смирнова, Т.В. Неретина – концепция и руководство работой; Н.С. Павлова – проведение экспериментов; Н.С. Павлова, Т.В. Неретина, О.В. Смирнова – обсуждение результатов исследования; Н.С. Павлова – написание текста; О.В. Смирнова – редактирование текста статьи.

Финансирование

Работа выполнена в рамках научного проекта государственного задания Московского государственного университета № 121032300075-6 и при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 18-34-00734).

Благодарности

Авторы выражают благодарность Т.А. Балакиной. Часть оборудования, использованного в экспериментах, предоставлена МГУ имени М.В. Ломоносова в рамках реализации федеральной Программы развития МГУ (Соглашение № 289), а также в рамках Соглашения № 359.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все применимые международные, национальные и/или институциональные принципы ухода и использования животных были соблюдены. Все процедуры были одобрены комиссией МГУ по биоэтике (№ протокола – 98a; № собрания комиссии – 108-o).

Список литературы

1. McCormick, S. D. (2011) The hormonal control of osmoregulation in teleost fish, Life Sci., 1, 1466-1473, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-374553-8.00212-4.

2. Zhu, T., and Li, W. (2024) The regulation of prolactin secretion and its targeting function of teleost, Gen. Comp. Endocrinol., 354, 114530, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2024.114530.

3. Pierce, A. L., Fox, B. K., Davis, L. K., Visitacion, N., Kitahashi, T., Hirano, T., and Grau, E. G. (2007) Prolactin receptor, growth hormone receptor, and putative somatolactin receptor in Mozambique tilapia: tissue specific expression and differential regulation by salinity and fasting, Gen. Comp. Endocrinol., 154, 31-40, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2007.06.023.

4. Zhang, Y., Long, Z., Li, Y., Yi, S., Shi, Y., Ma, X., Huang, W., Lu, D., Zhu, P., Liu, X., Meng, Z., Huang, X., Cheng, C. H. K., and Lin, H. (2010) The second prolactin receptor in Nile tilapia (Oreochromis niloticus): molecular characterization, tissue distribution and gene expression, Fish. Physiol. Biochem., 36, 283-295, https://doi.org/10.1007/s10695-009-9355-1.

5. Lee, K. M., Kaneko, T., Katoh, F., and Aida, K. (2006) Prolactin gene expression and gill chloride cell activity in fugu Takifugu rubripes exposed to a hypoosmotic environment, Gen. Comp. Endocrinol., 149, 285-293, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2006.06.009.

6. Santos, C. R., Ingleton, P. M., Cavaco, J. E., Kelly, P. A., Edery, M., and Power, D. M. (2001) Cloning, characterization, and tissue distribution of prolactin receptor in the sea bream (Sparus aurata), Gen. Comp. Endocrinol., 121, 32-47, https://doi.org/10.1006/gcen.2000.7553.

7. Higashimoto, Y., Nakao, N., Ohkubo, T., Tanaka, M., and Nakashima, K. (2001) Structure and tissue distribution of prolactin receptor mRNA in Japanese flounder (Paralichtys olivaceus): conserved and preferential expression in osmoregulatory organs, Gen. Comp. Endocrinol., 123, 170-179, https://doi.org/10.1006/gcen.2001.7660.

8. Расторгуев С. М., Недолужко А. В., Груздева Н. М., Булыгина Е. С., Цыганкова С. В., Ощепков Д. Ю., Мазур А. М., Прохорчук Е. Б., Скрябин К. Г. (2018) Изучение генной экспрессии при адаптации к гипотоническим условиям на примере трехиглой колюшки (Gasterosteus aculeatus), Acta Naturae, 10, 70-78, https://doi.org/10.32607/20758251-2018-10-1-66-74.

9. Hasan, M. M., DeFaveri, J., Kuure, S., Dash, S. N., Lehtonen, S., Merilä, J., and McCairns, R. J. S. (2017) Sticklebacks adapted to divergent osmotic environments show differences in plasticity for kidney morphology and candidate gene expression, J. Exp. Biol., 220, 2175-2186, https://doi.org/10.1242/jeb.146027.

10. Taugbøl, A., Solbakken, M. H., Jakobsen, K. S., and Vøllestad, L. A. (2022) Salinity-induced transcriptome profiles in marine and freshwater threespine stickleback after an abrupt 6-hour exposure, Ecol. Evol., 12, e9395, https://doi.org/10.1002/ece3.9395.

11. Pavlova, N. S., Neretina, T. V., and Smirnova, O. V. (2024) Expression of prolactin axis genes in the three-spined stickleback G. aculeatus L.: sex dependence and freshwater adaptation, J. Evol. Biochem. Physiol., 60, 1909-1919, https://doi.org/10.1134/S0022093024050211.

12. Hwang, P. P., Lee, T. H., and Lin, L. Y. (2011) Ion regulation in fish gills, Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol., 301, R28-R47, https://doi.org/10.1152/ajpregu.00047.2011.

13. Evans, D. H., Piermarini, P. M., and Choe, K. P. (2005) The multifunctional fish gill: dominant site of gas exchange, osmoregulation, acid-base regulation, and excretion of nitrogenous waste, Physiol. Rev., 85, 97-177, https://doi.org/10.1152/physrev.00050.2003.

14. Richards, J. G., Semple, J. W., Bystriansky, J. S., and Schulte, P. M. (2003) Na⁺/K⁺-ATPase α-isoform switching in gills of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) during salinity transfer, J. Exp. Biol., 206, 4475-4486, https://doi.org/10.1242/jeb.00701.

15. Mackie, P., Wright, P. A., Glebe, B. D., and Ballantyne, J. S. (2005) Osmoregulation and gene expression of Na⁺/K⁺ ATPase in families of Atlantic salmon (Salmo salar) smolts, Can. J. Fish. Aquat. Sci., 62, 2661-2672, https://doi.org/10.1139/f05-168.

16. Bystriansky, J. S., Richards, J. G., Schulte, P. M., and Ballantyne, J. S. (2006) Reciprocal expression of gill Na⁺/K⁺-ATPase α-subunit isoforms α1a and α1b during seawater acclimation of three salmonid fishes that vary in their salinity tolerance, J. Exp. Biol., 209, 1848-1858, https://doi.org/10.1242/jeb.02188.

17. Madsen, S. S., Kiilerich, P., and Tipsmark, C. K. (2009) Multiplicity of expression of Na⁺, K⁺-ATPase α-subunit isoforms in the gill of Atlantic salmon (Salmo salar): cellular localisation and absolute quantification in response to salinity change, J. Exp. Biol., 212, 78-88, https://doi.org/10.1242/jeb.024612.

18. McCormick, S. D., Regish, A. M., and Christensen, A. K. (2009) Distinct freshwater and seawater isoforms of Na⁺/K⁺-ATPase in gill chloride cells of Atlantic salmon, J. Exp. Biol., 212, 3994-4001, https://doi.org/10.1242/jeb.037275.

19. Tipsmark, C. K., Breves, J. P., Seale, A. P., Lerner, D. T., Hirano, T., and Grau, E. G. (2011) Switching of Na⁺, K⁺-ATPase isoforms by salinity and prolactin in the gill of a cichlid fish, J. Endocrinol., 209, 237-244, https://doi.org/10.1530/JOE-10-0495.

20. McCormick, S. D., Regish, A. M., Christensen, A. K., and Björnsson, B. T. (2013) Differential regulation of sodium-potassium pump isoforms during smolt development and seawater exposure of Atlantic salmon, J. Exp. Biol., 216, 1142-1151, https://doi.org/10.1242/jeb.080440.

21. Hiroi, J., and McCormick, S. D. (2007) Variation in salinity tolerance, gill Na⁺/K⁺-ATPase, Na⁺/K⁺/2Cl^–-cotransporter and mitochondria-rich cell distribution in three salmonids Salvelinus namaycush, Salvelinus fontinalis and Salmo salar, J. Exp. Biol., 210, 1015-1024, https://doi.org/10.1242/jeb.002030.

22. Katoh, F., Cozzi, R. R. F., Marshall, W. S., and Goss, G. G. (2008) Distinct Na⁺/K⁺/2Cl^– cotransporter localization in kidneys and gills of two euryhaline species, rainbow trout and killifish, Cell. Tissue. Res., 334, 265-281, https://doi.org/10.1007/s00441-008-0679-4.

23. Lorin-Nebel, C., Boulo, V., Bodinier, C., and Charmantier, G. (2006) The Na⁺/K⁺/2Cl^– cotransporter in the sea bass Dicentrarchus labrax during ontogeny: involvement in osmoregulation, J. Exp. Biol., 209, 4908-4922, https://doi.org/10.1242/jeb.02591.

24. Wu, Y. C., Lin, L. Y., and Lee, T. H. (2003) Na⁺, K⁺, 2Cl^–-cotransporter: a novel marker for identifying freshwater-and seawater-type mitochondria-rich cells in gills of the euryhaline tilapia, Oreochromis mossambicus, Zool. Stud., 42, 1, 186-192.

25. Inokuchi, M., Hiroi, J., Watanabe, S., Lee, K. M., and Kaneko, T. (2008) Gene expression and morphological localization of NHE3, NCC and NKCC1a in branchial mitochondria-rich cells of Mozambique tilapia (Oreochromis mossambicus) acclimated to a wide range of salinities, Comp. Biochem. Physiol. Part A Mol. Integr. Physiol., 151, 151-158, https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2008.06.012.

26. Hiroi, J., Yasumasu, S., McCormick, S. D., Hwang, P. P, and Kaneko, T. (2008) Evidence for an apical Na-Cl cotransporter involved in ion uptake in a teleost fish, J. Exp. Biol., 211, 2584-2599, https://doi.org/10.1242/jeb.018663.

27. Breves, J. P., Watanabe, S., Kaneko, T., Hirano, T., and Grau, E. G. (2010) Prolactin restores branchial mitochondrion-rich cells expressing Na⁺/Cl^– cotransporter in hypophysectomized Mozambique tilapia, Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol., 299, 702-710, https://doi.org/10.1152/ajpregu.00213.2010.

28. Watanabe, S., Itoh, K., and Kaneko, T. (2016) Prolactin and cortisol mediate the maintenance of hyperosmoregulatory ionocytes in gills of Mozambique tilapia: exploring with an improved gill incubation system, Gen. Comp. Endocrinol., 232, 151-159, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2016.04.024.

29. Breves, J. P., Puterbaugh, K. M., Bradley, S. E., Hageman, A. E., Verspyck, A. J., Shaw, L. H., Danielson, E. C., and Hou, Y. (2022) Molecular targets of prolactin in mummichogs (Fundulus heteroclitus): ion transporters/channels, aquaporins, and claudins, Gen. Comp. Endocrinol., 325, 114051, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2022.114051.

30. Bossus, M. C., Bollinger, R. J., Reed, P. J., and Tipsmark, C. K. (2017) Prolactin and cortisol regulate branchial claudin expression in Japanese medaka, Gen. Comp. Endocrinol., 240, 77-83, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2016.09.010.

31. Rendakov, N. L. (2021) Ionocyte functions and hormonal regulation of ion exchange in fish, Biol. Bull. Rev., 11, 616-631, https://doi.org/10.1134/S2079086421060074.

32. Scott, G. R., Claiborne, J. B., Edwards, S. L., Schulte, P. M., and Wood, C. M. (2005) Gene expression after freshwater transfer in gills and opercular epithelia of killifish: insight into divergent mechanisms of ion transport, J. Exp. Biol., 208, 2719-2729, https://doi.org/10.1242/jeb.01688.

33. Kelly, S. P., Chow, I. N., and Woo, N. Y. (1999) Effects of prolactin and growth hormone on strategies of hypoosmotic adaptation in a marine teleost, Sparus sarba, Gen. Comp. Endocrinol., 113, 9-22, https://doi.org/10.1006/gcen.1998.7159.

34. Peter, M. C. S., Mini, V. S., Bindulekha, D. S., and Peter, V. S. (2014) Short-term in situ effects of prolactin and insulin on ion transport in liver and intestine of freshwater climbing perch (Anabas testudineus Bloch), J. Endocrinol. Reprod., 18, 47-58.

35. Seale, A. P., Stagg, J. J., Yamaguchi, Y., Breves, J. P., Soma, S., Watanabe, S., Kaneko, T., Cnaani, A., Harpaz, S., Lerner, D. T., and Grau, E. G. (2014) Effects of salinity and prolactin on gene transcript levels of ion transporters, ion pumps and prolactin receptors in Mozambique tilapia intestine, Gen. Comp. Endocrinol., 206, 146-154, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2014.07.020.

36. Vargas-Lagos, C., Pontigo, J. P., Oyarzún, R., Soto-Dávila, M., Morera, F. J., Yáñez, A. J., and Vargas-Chacoff, L. (2018) Intestinal incomplete process on the osmoregulation system during Salmo salar smoltification in a productive conditions, Aquaculture, 491, 121-127, https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2018.03.022.

37. Cutler, C. P., and Cramb, G. (2002) Two isoforms of the Na⁺/K⁺/2Cl^– cotransporter are expressed in the European eel (Anguilla anguilla), Biochim. Biophys. Acta (BBA)-Biomembranes, 1566, 92-103, https://doi.org/10.1016/S0005-2736(02)00596-5.

38. Cutler, C. P., and Cramb, G. (2008) Differential expression of absorptive intestinal and renal tissues of the cation-chloride-cotransporters in the European eel (Anguilla anguilla), Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol., 149, 63-73, https://doi.org/10.1016/j.cbpb.2007.08.007.

39. Watanabe, S., Mekuchi, M., Ideuchi, H., Kim, Y. K., and Kaneko T (2011) Electroneutral cation-Cl^– cotransporters NKCC2β and NCCβ expressed in the intestinal tract of Japanese eel Anguilla japonica, Comp. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol., 159, 427-435, https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2011.04.009.

40. Barany, A., Shaughnessy, C. A., Pelis, R. M., Fuentes, J., Mancera, J. M., and McCormick, S. D. (2021) Tissue and salinity specific Na⁺/Cl^– cotransporter (NCC) orthologues involved in the adaptive osmoregulation of sea lamprey (Petromyzon marinus), Sci. Rep., 11, 22698, https://doi.org/10.1038/s41598-021-02125-1.

41. Aguirre, W. E., Reid, K., Rivera, J., Heins, D. C., Veeramah, K. R., and Bell, M. A. (2022) Freshwater colonization, adaptation, and genomic divergence in threespine stickleback Integr. Comp. Biol., 62, 388-405, https://doi.org/10.1093/icb/icac071.

42. Pavlova, N. S., Neretina, T. V., and Smirnova, O. V. (2020) Dynamics of prolactin axis genes in the brain of male and female three-spined stickleback Gasterosteus aculeatus (Gasterostaidae) during short-term freshwater adaptation, J. Ichthyol., 60, 299-304, https://doi.org/10.1134/S0032945220020150.

43. Pavlova, N. S., Gizatulina, A. R., Neretina, T. V., and Smirnova, O. V. (2022) Expression of opsin genes in the retina of female and male three-spined sticklebacks Gasterosteus aculeatus L.: effect of freshwater adaptation and prolactin administration, Biochemistry (Moscow), 87, 215-224, https://doi.org/10.1134/S0006297922030038.

44. Hibbeler, S., Scharsack, J. P., and Becker, S. (2008) Housekeeping genes for quantitative expression studies in the three-spined stickleback Gasterosteus aculeatus, BMC Mol. Biol., 9, 1-10, https://doi.org/10.1186/1471-2199-9-18.

45. Yang, W. K., Chao, T. L., Chuang, H. J., Hu, Y. C., Lorin-Nebel, C., Blondeau-Bidet, E., Wu, W. Y., Tang, C. H., and Tsaif, S.-C., and Leea, T.-H. (2019) Gene expression of Na⁺/K⁺-ATPase α-isoforms and FXYD proteins and potential modulatory mechanisms in euryhaline milkfish kidneys upon hypoosmotic challenges, Aquaculture, 504, 59-69, https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2019.01.046.

46. Bollinger, R. J., Madsen, S. S., Bossus, M. C., and Tipsmark, C. K. (2016) Does Japanese medaka (Oryzias latipes) exhibit a gill Na⁺/K⁺-ATPase isoform switch during salinity change? J. Comp. Physiol. B, 186, 485-501, https://doi.org/10.1007/s00360-016-0972-6.

47. Taugbøl, A., Arntsen, T., Ostbye, K., and Vøllestad, L. A. (2014) Small changes in gene expression of targeted osmoregulatory genes when exposing marine and freshwater threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus) to abrupt salinity transfers, PLoS One, 9, e106894, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0106894.

48. Zhang, K., Zhang, X., Wen, H., Qi, X., Fan, H., Tian, Y., Liu, Y., and Li, Y. (2019) Spotted sea bass (Lateolabrax maculatus) cftr, nkcc1a, nkcc1b and nkcc2: genome-wide identification, characterization and expression analysis under salinity stress, J. Ocean. Univ. China, 18, 1470-1480, https://doi.org/10.1007/s11802-019-4114-0.

49. Brix, K. V, Esbaugh, A. J., Mager, E. M., and Grosell, M. (2015) Comparative evaluation of Na⁺ uptake in Cyprinodon variegatus variegatus (Lacepede) and Cyprinodon variegatus hubbsi (Carr) (Cyprinodontiformes, Teleostei): evaluation of NHE function in high and low Na⁺ freshwater, Comp. Biochem. Physiol. Part A Mol. Integr. Physiol., 185, 115-124, https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2015.04.002.

50. Gao, J., Nie, Z., Xu, G., and Xu, P. (2022) Genome-wide identification of the NHE gene family in Coilia nasus and its response to salinity challenge and ammonia stress, BMC Genomics, 23, 526, https://doi.org/10.1186/s12864-022-08761-9.

51. Genz, J., Esbaugh, A. J., and Grosell, M. (2011) Intestinal transport following transfer to increased salinity in an anadromous fish (Oncorhynchus mykiss), Comp. Biochem. Physiol. Part A Mol. Integr. Physiol., 159, 150-158, https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2011.02.011.

52. Guh, Y. J., Lin, C. H., and Hwang, P. P. (2015) Osmoregulation in zebrafish: ion transport mechanisms and functional regulation, EXCLI J., 14, 627, https://doi.org/10.17179/excli2015-246.

53. Velando, A., Costa, M. M., and Kim, S. Y. (2017) Sex-specific phenotypes and metabolism-related gene expression in juvenile sticklebacks, Behav. Ecol., 28, 1553-1563, https://doi.org/10.1093/beheco/arx129.

54. Mancera, J. M., and McCormick, S. D. (2019) Role of prolactin, growth hormone, insulin-like growth factor I and cortisol in teleost osmoregulation, Fish Osmoregul., 497-515, https://doi.org/10.1201/b10994-17.

55. Kusakabe, M., Ishikawa, A., and Kitano, J. (2014) Relaxin-related gene expression differs between anadromous and stream-resident stickleback (Gasterosteus aculeatus) following seawater transfer, Gen. Comp. Endocrinol., 205, 197-206, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2014.06.017.