Исследование кинетики переноса электронов между редокс-кофакторами в фотосистеме 1 методами высокочастотной ЭПР‑спектроскопии

Аннотация

С помощью высокочастотной импульсной ЭПР‑спектроскопии в Q‑диапазоне при криогенных температурах впервые одновременно исследованы кинетики редокс-превращений первичного донора электрона Р⁺₇₀₀ и хинонного акцептора А₁⁻ в различных комплексах фотосистемы 1 (ФС 1) из цианобактерий Synechocystis sp. PCC 6803 во временном диапазоне 200 мкс – 10 мс. В комплексах А₁‑core ФС 1, не содержащих железо-серных (4Fe4S) кластеров, кинетики исчезновения сигналов А₁⁻ и Р⁺₇₀₀ при температуре 100 К совпадали и имели характерное время τ ≈ 500 мкс, обусловленное рекомбинацией зарядов в ион-радикальной паре Р⁺₇₀₀А₁⁻_A в ветви редокс-кофакторов А. Кинетика обратного переноса электрона с А₁⁻_В на Р⁺₇₀₀ в ветви редокс-кофакторов В с τ < 100 мкс не могла быть зарегистрирована в связи с временными ограничениями метода. В нативных комплексах ФС 1, содержащих полный набор редокс-кофакторов, и в комплексах F_X‑core, содержащих 4Fe4S‑кластер F_X, кинетика сигнала А₁⁻ была существенно быстрее, чем сигнала Р⁺₇₀₀. Исчезновение сигнала А₁⁻ имело характерное время 280–350 мкс; было предположено, что, помимо обратного переноса электрона с А₁⁻_А на Р⁺₇₀₀ с τ ≈ 500 мкс, в его кинетику вносит вклад прямой перенос электрона с А₁⁻_А на 4Fe4S‑кластер F_X, замедлившийся до 150–200 мкс. В кинетике восстановления Р⁺₇₀₀ можно было выделить компоненты, обусловленные обратным переносом электрона с А₁⁻ (τ ≈ 500 мкс) и с 4Fe4S‑кластеров (τ = 1 мс для F_X‑core и τ > 5 мс для нативных комплексов). Эти результаты качественно согласуются с данными по кинетике восстановления Р⁺₇₀₀, полученными ранее с помощью импульсной абсорбционной спектрометрии при криогенных температурах.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Приложение

Вклад авторов

А.Ю. Семёнов – концепция и руководство работой; Л.А. Витухновская, М.Д. Мамедов – получение образцов; А.Н. Суханов, К.М. Салихов – получение кинетик спектров ЭПР; А.Н. Суханов, Г.Е. Милановский – анализ результатов; Г.Е. Милановский, А.Ю. Семёнов – написание текста; все авторы принимали участие в обсуждении результатов.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 23-74-00025).

Благодарности

Авторы приносят благодарность недавно ушедшему из жизни проф. Клаусу Мёбиусу (Freie Universität Berlin, Германия) за ценное обсуждение результатов и Аиде Мамедовой (НИИ ФХБ МГУ, Москва) за помощь в выделении образцов ФС 1.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Milanovsky, G., Gopta, O., Petrova, A., Mamedov, M., Gorka, M., Cherepanov, D., Golbeck, J. H., and Semenov, A. (2019) Multiple pathways of charge recombination revealed by the temperature dependence of electron transfer kinetics in cyanobacterial photosystem I, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1860, 601-610, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2019.06.008.

2. Brettel, K. (1997) Electron transfer and arrangement of the redox cofactors in photosystem I, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1318, 322-373, https://doi.org/10.1016/S0005-2728(96)00112-0.

3. Brettel, K., and Leibl, W. (2001) Electron transfer in photosystem I, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1507, 100-114, https://doi.org/10.1016/S0005-2728(01)00202-X.

4. Golbeck, J. H. (2006) Photosystem I. The Light-Driven Plastocyanin: Ferredoxin Oxidoreductase, Springer Netherlands, Dordrecht, https://doi.org/10.1007/978-1-4020-4256-0.

5. Fromme, P., Jordan, P., and Krauß, N. (2001) Structure of photosystem I, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1507, 5-31, https://doi.org/10.1016/S0005-2728(01)00195-5.

6. Shelaev, I. V., Gostev, F. E., Mamedov, M. D., Sarkisov, O. M., Nadtochenko, V. A., Shuvalov, V. A., and Semenov, A. Y. (2010) Femtosecond primary charge separation in Synechocystis sp. PCC 6803 photosystem I, Biochim. Biophys. Acta, 1797, 1410-1420, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2010.02.026.

7. Cherepanov, D. A., Shelaev, I. V., Gostev, F. E., Petrova, A., Aybush, A. V., Nadtochenko, V. A., Xu, W., Golbeck, J. H., and Semenov, A. Y. (2021) Primary charge separation within the structurally symmetric tetrameric Chl_2AP_AP_BChl_2B chlorophyll exciplex in photosystem I, J. Photochem. Photobiol. B Biol., 217, 112154, https://doi.org/10.1016/J.JPHOTOBIOL.2021.112154.

8. Brettel, K., and Vos, M. H. (1999) Spectroscopic resolution of the picosecond reduction kinetics of the secondary electron acceptor A1 in photosystem I, FEBS Lett., 447, 315-317, https://doi.org/10.1016/S0014-5793(99)00317-8.

9. Savikhin, S., Xu, W., Martinsson, P., Chitnis, P. R., and Struve, W. S. (2001) Kinetics of charge separation and A₀^–→A₁ electron transfer in photosystem I reaction centers, Biochemistry, 40, 9282-9290, https://doi.org/10.1021/bi0104165.

10. Joliot, P., and Joliot, A. (1999) In vivo analysis of the electron transfer within photosystem I: are the two phylloquinones involved? Biochemistry, 38, 11130-11136, https://doi.org/10.1021/bi990857c.

11. Guergova-Kuras, M., Boudreaux, B., Joliot, A., Joliot, P., and Redding, K. (2001) Evidence for two active branches for electron transfer in photosystem I, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 4437-4442, https://doi.org/10.1073/pnas.081078898.

12. Muhiuddin, I. P., Heathcote, P., Carter, S., Purton, S., Rigby, S. E. J., and Evans, M. C. W. (2001) Evidence from time resolved studies of the P700⁺/A₁^– radical pair for photosynthetic electron transfer on both the PsaA and PsaB branches of the photosystem I reaction centre, FEBS Lett., 503, 56-60, https://doi.org/10.1016/S0014-5793(01)02696-5.

13. Schlodder, E., Falkenberg, K., Gergeleit, M., and Brettel, K. (1998) Temperature dependence of forward and reverse electron transfer from A₁^– , the reduced secondary electron acceptor in photosystem I, Biochemistry, 37, 9466-9476, https://doi.org/10.1021/bi973182r.

14. Brettel, K., and Golbeck, J. H. (1995) Spectral and kinetic characterization of electron acceptor A₁ in a Photosystem I core devoid of iron-sulfur centers F_X, F_B and F_A, Photosynth. Res., 45, 183-193, https://doi.org/10.1007/BF00015559.

15. Möbius, K., and Savitsky, A. (2008) High-Field EPR Spectroscopy on Proteins and their Model Systems, Royal Society of Chemistry, Cambridge, https://doi.org/10.1039/9781847559272.

16. Savitsky, A., Gopta, O., Mamedov, M., Golbeck, J. H., Tikhonov, A., Möbius, K., and Semenov, A. (2010) Alteration of the axial met ligand to electron acceptor A₀ in photosystem I: effect on the generation of P 700⁺A₁ − radical pairs as studied by W-band transient EPR, Appl. Magn. Reson., 37, 85-102, https://doi.org/10.1007/s00723-009-0052-0.

17. Malferrari, M., Savitsky, A., Mamedov, M. D., Milanovsky, G. E., Lubitz, W., Möbius, K., Semenov, A. Y., and Venturoli, G. (2016) Trehalose matrix effects on charge-recombination kinetics in Photosystem I of oxygenic photosynthesis at different dehydration levels, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1857, 1440-1454, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2016.05.001.

18. Shelaev, I., Gorka, M., Savitsky, A., Kurashov, V., Mamedov, M., Gostev, F., Möbius, K., Nadtochenko, V., Golbeck, J., and Semenov, A. (2017) Effect of dehydrated trehalose matrix on the kinetics of forward electron transfer reactions in photosystem I, Zeitschrift Phys. Chemie, 231, 325-345, https://doi.org/10.1515/zpch-2016-0860.

19. Poluektov, O. G., Paschenko, S. V., Utschig, L. M., Lakshmi, K. V., and Thurnauer, M. C. (2005) Bidirectional electron transfer in photosystem I: direct evidence from high-frequency time-resolved EPR spectroscopy, J. Am. Chem. Soc., 127, 11910-11911, https://doi.org/10.1021/ja053315t.

20. Poluektov, O. G., and Utschig, L. M. (2015) Directionality of electron transfer in type I reaction center proteins: high-frequency EPR study of PS I with removed iron-sulfur centers, J. Phys. Chem. B, 119, 13771-13776, https://doi.org/10.1021/ACS.JPCB.5B04063.

21. Rippka, R., Deruelles, J., Waterbury, J. B., Herdman, M., and Stanier, R. Y. (1979) Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyano-bacteria, J. Gen. Microbiol., 11, 1-61, https://doi.org/10.1099/00221287-111-1-1.

22. Shen, G., Zhao, J., Reimer, S. K., Antonkine, M. L., Cai, Q., Weiland, S. M., Golbeck, J. H., and Bryant, D. A. (2002) Assembly of photosystem I. I. Inactivation of the rubA gene encoding a membrane-associated rubredoxin in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002 causes a loss of photosystem I activity, J. Biol. Chem., 277, 20343-20354, https://doi.org/10.1074/jbc.M201103200.

23. Mula, S., Savitsky, A., Möbius, K., Lubitz, W., Golbeck, J. H., Mamedov, M. D., Semenov A. Y., and van der Est, A. (2012) Incorporation of a high potential quinone reveals that electron transfer in Photosystem I becomes highly asymmetric at low temperature, Photochem. Photobiol. Sci., 11, 946, https://doi.org/10.1039/c2pp05340c.

24. MATLAB: 9.14.0, The MathWorks Inc., Natick, Massachusetts (2023) URL: https://www.mathworks.com/.

25. Vassiliev, I. R., Jung, Y. S., Mamedov, M. D., Semenov, A. Yu., and Golbeck, J. H. (1997) Near-IR absorbance changes and electrogenic reactions in the microsecond-to-second time domain in Photosystem I, Biophys. J., 72, 301-315, https://doi.org/10.1016/S0006-3495(97)78669-7.

26. Shen, G., Antonkine, M. L., van der Est, A., Vassiliev, I. R., Brettel, K., Bittl, R., Zech, S. G., Zhao, J., Stehlik, D., Bryant, D. A., and Golbeck, J. H. (2002) Assembly of photosystem I. II. Rubredoxin is required for the in vivo assembly of F(X) in Synechococcus sp. PCC 7002 as shown by optical and EPR spectroscopy, J. Biol. Chem., 277, 20355-20366, https://doi.org/10.1074/jbc.M201104200.

27. Cherepanov, D. A., Milanovsky, G. E., Gopta, O. A., Balasubramanian, R., Bryant, D. A., Semenov, A. Y., and Golbeck, J. H. (2018) Electron-phonon coupling in cyanobacterial photosystem I, J. Phys. Chem. B, 122, 7943-7955, https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.8b03906.

28. Salikhov, K. M., Kandrashkin, Y. E., and Salikhov, A. K. (1992) Peculiarities of free induction and primary spin echo signals for spin-correlated radical pairs, Appl. Magn. Reson., 3, 199-216, https://doi.org/10.1007/BF03166790.

29. Salikhov, K. M., Sukhanov, A. A., and Khairutdinov, I. T. (2024) Features of the primary electron spin echo signal for spin-correlated radical pairs, Appl. Magn. Reson., 55, 463-475, https://doi.org/10.1007/s00723-023-01636-6.

30. Salikhov, K. M., Molin, Y. N., Sagdeev, R. Z., and Buchachenko, A. L. (1984) Spin polarization and magnetic effects in radical reactions, in Studies in Physical and Theoretical Chemistry, Elsevier, Amsterdam, Netherlands.