Акрилатредуктаза анаэробной электрон-транспортной цепи морской бактерии Shewanella woodyi

Аннотация

В отсутствии кислорода многие микроорганизмы способны к анаэробному дыханию с использованием различных органических соединений в качестве терминальных акцепторов для электрон-транспортной цепи. В представленной работе произведена идентификация белка, ответственного за восстановление акрилата в анаэробной дыхательной цепи морской бактерии Shewanella woodyi. Показано, что полученные при разделении периплазматических белков S. woodyi фракции, обладающие акрилатредуктазной активностью, содержат белок ArdA (Swoo_0275) в качестве основного компонента. Гетерологичная экспрессия генов ardA/ardB (swoo_0275/swoo_0276), но не одиночного гена ardA (swoo_0275) в клетках Shewanella oneidensis MR‑1 приводит к появлению в их периплазме несвойственной для этой бактерии акрилатредуктазной активности. Эти данные позволяют заключить, что флавоцитохром c ArdAB (Swoo_0275/Swoo_0276) ответственен за восстановление акрилата в клетках S. woodyi. ArdAB обладает высокой субстратной специфичностью и, кроме акрилата среди других 2‑еноатов, способен восстанавливать только метакрилат, хотя и с 22‑кратно меньшей скоростью по сравнению с восстановлением акрилата. Экспрессия гена ardA индуцируется присутствием акрилата или метакрилата в среде при анаэробном выращивании S. woodyi, что сопровождается появлением акрилатредуктазной активности в периплазме этой бактерии. Восстановление акрилата с помощью ArdAB позволяет осуществлять диметилсульфониопропионатзависимое анаэробное дыхание S. woodyi и, по‑видимому, многих других морских бактерий.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте издательства Springer (https://doi.org/10.1134/S0006297924040096), том 89, вып. 4, 2024.

Вклад авторов

А.В. Богачев – концепция работы; Ю.В. Берцова, М.В. Серебрякова, В.А. Богачев, А.А. Байков, А.В. Богачев – получение результатов и анализ данных; А.А. Байков и А.В. Богачев – написание и редактирование текста статьи.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 24-24-00043).

Благодарности

MALDI-MS был доступен для нас в результате реализации Программы развития Московского государственного университета 5.13.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Bertsova, Y. V., Serebryakova, M. V., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2022) A novel, NADH-dependent acrylate reductase in Vibrio harveyi, Appl. Environ. Microbiol., 88, e0051922, doi: 10.1128/aem.00519-22.

2. Mikoulinskaia, O., Akimenko, V., Galouchko, A., Thauer, R. K., and Hedderich, R. (1999) Cytochrome c-dependent methacrylate reductase from Geobacter sulfurreducens AM-1, Eur. J. Biochem., 263, 346-352, doi: 10.1046/j.1432-1327.1999.00489.x.

3. Gross, R., Simon, J., and Kröger, A. (2001) Periplasmic methacrylate reductase activity in Wolinella succinogenes, Arch. Microbiol., 176, 310-313, doi: 10.1007/s002030100323.

4. Bogachev, A. V., Bertsova, Y. V., Bloch, D. A., and Verkhovsky, M. I. (2012) Urocanate reductase: Identification of a novel anaerobic respiratory pathway in Shewanella oneidensis MR-1, Mol. Microbiol., 86, 1452-1463, doi: 10.1111/mmi.12067.

5. Bertsova, Y. V., Serebryakova, M. V., Anashkin, V. A., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2024) A redox-regulated, heterodimeric NADH:cinnamate reductase in Vibrio ruber, Biochemistry (Moscow), 89, 241-256, doi: 10.1134/S0006297924020056.

6. Little, A. S., Younker, I. T., Schechter, M. S., Bernardino, P. N., Méheust, R., Stemczynski, J., Scorza, K., Mullowney, M. W., Sharan, D., Waligurski, E., Smith, R., Ramanswamy, R., Leiter, W., Moran, D., McMillin, M., Odenwald, M. A., Iavarone, A. T., Sidebottom, A. M., Sundararajan, A., Pamer, E. G., Eren, A. M., and Light, S. H. (2024) Dietary- and host-derived metabolites are used by diverse gut bacteria for anaerobic respiration, Nat. Microbiol., 9, 55-69. doi: 10.1038/s41564-023-01560-2.

7. Van der Maarel, M. J. E. C., van Bergeijk, S., van Werkhoven, A. F., Laverman, A. M., Meijer, W. G., Stam, W. T., and Hansen, T. A. (1996) Cleavage of dimethylsulfoniopropionate and reduction of acrylate by Desulfovibrio acrylicus sp. nov., Arch. Microbiol., 166, 109-115, doi: 10.1007/s002030050363.

8. Curson, A. R., Todd, J. D., Sullivan, M. J., and Johnston, A. W. (2011) Catabolism of dimethylsulphoniopropionate: microorganisms, enzymes and genes, Nat. Rev. Microbiol., 9, 849-859, doi: 10.1038/nrmicro2653.

9. Curson, A. R., Sullivan, M. J., Todd, J. D., and Johnston, A. W. (2011) DddY, a periplasmic dimethylsulfoniopropionate lyase found in taxonomically diverse species of Proteobacteria, ISME J., 5, 1191-1200, doi: 10.1038/ismej.2010.203.

10. Arkhipova, O. V., Meer, M. V., Mikoulinskaia, G. V., Zakharova, M. V., Galushko, A. S., Akimenko, V. K., and Kondrashov, F. A. (2015) Recent origin of the methacrylate redox system in Geobacter sulfurreducens AM-1 through horizontal gene transfer, PLoS One, 10, e0125888, doi: 10.1371/journal.pone.

11. Todd, J. D., Curson, A. R., Sullivan, M. J., Kirkwood, M., and Johnston, A. W. (2012) The Ruegeria pomeroyi acuI gene has a role in DMSP catabolism and resembles yhdH of E. coli and other bacteria in conferring resistance to acrylate, PLoS One, 7, e35947, doi: 10.1371/journal.pone.0035947.

12. Peek, J. A., and Taylor, R. K. (1992) Characterization of a periplasmic thiol:disulfide interchange protein required for the functional maturation of secreted virulence factors of Vibrio cholerae, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 6210-6214, doi: 10.1073/pnas.89.13.6210.

13. Bertsova, Y. V., Kostyrko, V. A., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2014) Localization-controlled specificity of FAD:threonine flavin transferases in Klebsiella pneumoniae and its implications for the mechanism of Na⁺-translocating NADH:quinone oxidoreductase, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1122-1129, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.12.006.

14. Smith, P. K., Krohn, R. I., Hermanson, G. T., Mallia, A. K., Gartner, F. H., Provenzano, M. D., Fujimoto, E. K., Goeke, N. M., Olson, B. J., and Klenk, D. C. (1985) Measurement of protein using bicinchoninic acid, Anal. Biochem., 150, 76-85, doi: 10.1016/0003-2697(85)90442-7.

15. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, doi: 10.1038/227680a0.

16. Thomas, P. E., Ryan, D., and Levin, W. (1976) An improved staining procedure for the detection of the peroxidase activity of cytochrome P-450 on sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gels, Anal. Biochem., 75, 168-176, doi: 10.1016/0003-2697(76)90067-1.

17. Saha, C. K., Sanches Pires, R., Brolin, H., Delannoy, M., and Atkinson, G. C. (2021) FlaGs and webFlaGs: discovering novel biology through the analysis of gene neighbourhood conservation, Bioinformatics, 37, 1312-1314, doi: 10.1093/bioinformatics/btaa788.

18. Sievers, F., and Higgins, D. G. (2018) Clustal Omega for making accurate alignments of many protein sequences, Protein Sci., 27, 135-145, doi: 10.1002/pro.3290.

19. Teufel, F., Almagro Armenteros, J. J., Johansen, A. R., Gíslason, M. H., Pihl, S. I., Tsirigos, K. D., Winther, O., Brunak, S., von Heijne, G., and Nielsen, H. (2022) SignalP 6.0 predicts all five types of signal peptides using protein language models, Nat. Biotechnol., 40, 1023-1025, doi: 10.1038/s41587-021-01156-3.

20. Taboada, B., Estrada, K., Ciria, R., and Merino, E. (2018) Operon-mapper: a web server for precise operon identification in bacterial and archaeal genomes, Bioinformatics, 34, 4118-4120, doi: 10.1093/bioinformatics/bty496.

21. Feng, C. Q., Zhang, Z. Y., Zhu, X. J., Lin, Y., Chen, W., Tang, H., and Lin, H. (2019) iTerm-PseKNC: a sequence-based tool for predicting bacterial transcriptional terminators, Bioinformatics, 35, 1469-1477, doi: 10.1093/bioinformatics/bty827.

22. Makemson, J. C., Fulayfil, N. R., Landry, W., van Ert, L. M., Wimpee, C. F., Widder, E. A., and Case, J. F. (1997) Shewanella woodyi sp. nov., an exclusively respiratory luminous bacterium isolated from the Alboran Sea, Int. J. Syst. Bacteriol., 47, 1034-1039, doi: 10.1099/00207713-47-4-1034.

23. Dobbin, P. S., Butt, J. N., Powell, A. K., Reid, G. A., and Richardson, D. J. (1999) Characterization of a flavocytochrome that is induced during the anaerobic respiration of Fe³⁺ by Shewanella frigidimarina NCIMB400, Biochem. J., 342, 439-448, doi: 10.1042/bj3420439.

24. Morris, C. J., Black, A. C., Pealing, S. L., Manson, F. D., Chapman, S. K., Reid, G. A., Gibson, D. M., and Ward, F. B. (1994) Purification and properties of a novel cytochrome: flavocytochrome c from Shewanella putrefaciens, Biochem. J., 302, 587-593, doi: 10.1042/bj3020587.

25. Czjzek, M., Dos Santos, J. P., Pommier, J., Giordano, G., Méjean, V., and Haser, R. (1998) Crystal structure of oxidized trimethylamine N-oxide reductase from Shewanella massilia at 2.5 Å resolution, J. Mol. Biol., 284, 435-447, doi: 10.1006/jmbi.1998.2156.

26. Sucheta, A., Ackrell, B. A., Cochran, B., and Armstrong, F. A. (1992) Diode-like behavior of a mitochondrial electron-transport enzyme, Nature, 356, 361-362, doi: 10.1038/356361a0.

27. Sieburth, J. M. (1961) Antibiotic properties of acrylic acid, a factor in the gastrointestinal antibiosis of polar marine animals, J. Bacteriol., 82, 72-79, doi: 10.1128/jb.82.1.72-79.1961.

28. Arkhipova, O. V. (2023) Methacrylate redox systems of anaerobic bacteria, Appl. Biochem. Microbiol., 59, 766-777, doi: 10.1134/S0003683823060017.

29. Romine, M. F., Carlson, T. S., Norbeck, A. D., McCue, L. A., and Lipton, M. S. (2008) Identification of mobile elements and pseudogenes in the Shewanella oneidensis MR-1 genome, Appl. Environ. Microbiol., 74, 3257-3265, doi: 10.1128/AEM.02720-07.