БИОХИМИЯ, 2024, том 89, вып. 2, с. 279–292

УДК 577.352

Сафари с электронной пушкой: визуализация взаимодействий белков и мембран митохондрий в естественной среде

© 2024 С.В. Нестеров 1*semen.v.nesterov@phystech.edu, К.С. Плохих 1, Ю.М. Чесноков 1, Д.А. Мустафин 1, Т.Н. Голева 1, А.Г. Рогов 1, Р.Г. Василов 1, Л.С. Ягужинский 2

1 НИЦ «Курчатовский институт», 123182 Москва, Россия

2 НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия

Поступила в редакцию 24.09.2023
После доработки 06.02.2024
Принята к публикации 07.02.2024

DOI: 10.31857/S0320972524020064

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: мембрана, митохондрии, окислительное фосфорилирование, криоэлектронная микроскопия, суперкомплекс, ATP-синтаза, респирасома, Aβ42, амилоидные агрегаты.

Аннотация

В работе приводятся новые данные по структурным исследованиям митохондрий с помощью корреляционной свето-электронной микроскопии и криоэлектронной томографии (крио‑ЭТ) – современных методов структурной биологии, позволяющих исследовать биологические объекты в нанометровых масштабах с минимальным вмешательством в естественные условия. Такая неинвазивность позволяет сравнивать эти методы с наблюдением за животными во время сафари. В работе приведены два направления исследований, которые можно осуществить только этими методами. В частности, визуализировано расположение агрегатов амилоида Aβ42 по отношению к митохондриям, и тем самым проверена одна из гипотез развития митохондриальной дисфункции при болезни Альцгеймера. Показано, что агрегаты Aβ42 не взаимодействуют с митохондриями, хотя некоторая часть из них и имеет близкую локализацию. Таким образом, показано, что митохондриальная дисфункция не связана с прямым влиянием агрегатов на структуру митохондрий, а её истоки нужно искать в других процессах. Вторым уникальным направлением, представленным в работе, является визуализация мембран митохондрий и белков в них с высоким разрешением. Анализ данных крио‑ЭТ, проведённый в работе, показал наличие в ламеллярных структурах крист митохондрий сердца тороидальных отверстий, в которых располагаются ATP‑синтазы. Также был предложен новый механизм сортировки и кластеризации белковых комплексов в мембране на основе топологии. Согласно этому механизму, место белков системы окислительного фосфорилирования в мембране определяется её кривизной. Таким образом, томография высокого разрешения расширяет и дополняет имеющиеся представления о структурно-функциональной организации митохондрий, позволяя исследовать ранее недоступные структурные связи белков между собой и с мембранами в естественных условиях.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке НИЦ Курчатовский институт (тематический план 1ф.4.1 «Изучение процессов генерации, передачи и распределения энергии в живых организмах, направленное на поиск новых подходов к созданию терапевтических средств, новых биоэнергетических устройств и систем искусственного фотосинтеза»).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

В рамках настоящей статьи не проводилось каких-либо новых экспериментов с участием людей или животных, кроме дрожжей, в качестве объектов.

Список литературы

1. Saibil, H. R. (2022) Cryo-EM in molecular and cellular biology, Mol. Cell, 82, 274-284, doi: 10.1016/j.molcel.2021.12.016.

2. Guaita, M., Watters, S. C., and Loerch, S. (2022) Recent advances and current trends in cryo-electron microscopy, Curr. Opin. Struct. Biol., 77, 102484, doi: 10.1016/j.sbi.2022.102484.

3. Chua, E. Y. D., Mendez, J. H., Rapp, M., Ilca, S. L., Tan, Y. Z., Maruthi, K., Kuang, H., Zimanyi, C. M., Cheng, A., Eng, E. T., Noble, A. J., Potter, C. S., and Carragher, B. (2022) Better, faster, cheaper: recent advances in cryo-electron microscopy, Annu. Rev. Biochem., 91, 1-32, doi: 10.1146/annurev-biochem-032620-110705.

4. Hoffman, D. P., Shtengel, G., Xu, C. S., Campbell, K. R., Freeman, M., Wang, L., Milkie, D. E., Pasolli, H. A., Iyer, N., Bogovic, J. A., Stabley, D. R., Shirinifard, A., Pang, S., Peale, D., Schaefer, K., Pomp, W., Chang, C.-L., Lippincott-Schwartz, J., Kirchhausen, T., Solecki, D. J., Betzig, E., and Hess, H. F. (2020) Correlative three-dimensional super-resolution and block-face electron microscopy of whole vitreously frozen cells, Science, 367, eaaz5357, doi: 10.1126/science.aaz5357.

5. Liu, T., Stephan, T., Chen, P., Keller-Findeisen, J., Chen, J., Riedel, D., Yang, Z., Jakobs, S., and Chen, Z. (2022) Multi-color live-cell STED nanoscopy of mitochondria with a gentle inner membrane stain, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 119, e2215799119, doi: 10.1073/pnas.2215799119.

6. Wang, C., Taki, M., Sato, Y., Tamura, Y., Yaginuma, H., Okada, Y., and Yamaguchi, S. (2019) A photostable fluorescent marker for the superresolution live imaging of the dynamic structure of the mitochondrial cristae, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 116, 15817-15822, doi: 10.1073/pnas.1905924116.

7. Nesterov, S., Chesnokov, Y., Kamyshinsky, R., Panteleeva, A., Lyamzaev, K., Vasilov, R., and Yaguzhinsky, L. (2021) Ordered clusters of the complete oxidative phosphorylation system in cardiac mitochondria, Int. J. Mol. Sci., 22, doi: 10.3390/ijms22031462.

8. Nesterov, S. V., Yaguzhinsky, L. S., Vasilov, R. G., Kadantsev, V. N., and Goltsov, A. N. (2022) Contribution of the collective excitations to the coupled proton and energy transport along mitochondrial cristae membrane in oxidative phosphorylation system, Entropy, 24, 1813, doi: 10.3390/e24121813.

9. Epremyan, K. K., Rogov, A. G., Goleva, T. N., Lavrushkina, S. V., Zinovkin, R. A., and Zvyagilskaya, R. A. (2023) Altered mitochondrial morphology and bioenergetics in a new yeast model expressing Aβ42, Int. J. Mol. Sci., 24, doi: 10.3390/ijms24020900.

10. Bischof, J., Hunt, C. J., Rubinsky, B., Burgess, A., and Pegg, D. E. (1990) Effects of cooling rate and glycerol concentration on the structure of the frozen kidney: Assessment by cryo-scanning electron microscopy, Cryobiology, 27, 301-310, doi: 10.1016/0011-2240(90)90029-4.

11. Plokhikh, K. S., Nesterov, S. V., Chesnokov, Y. M., Rogov, A. G., Kamyshinsky, R. A., Vasiliev, A. L., Yaguzhinsky, L. S., and Vasilov, R. G. (2024) Association of 2-oxoacid dehydrogenase complexes with respirasomes in mitochondria, FEBS J., 291, 132-141, doi: 10.1111/febs.16965.

12. Nesterov, S. V., Skorobogatova, Y. A., Panteleeva, A. A., Pavlik, L. L., Mikheeva, I. B., Yaguzhinsky, L. S., and Nartsissov, Y. R. (2018) NMDA and GABA receptor presence in rat heart mitochondria, Chem. Biol. Interact., 291, 40-46, doi: 10.1016/j.cbi.2018.06.004.

13. Sibarita, J.-B. (2005) Deconvolution microscopy, in Microscopy Techniques (Rietdorf, J., ed) Springer, Berlin, Heidelberg, pp. 201-243.

14. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., and McIntosh, J. R. (1996) Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD, J. Struct. Biol., 116, 71-76, doi: 1047-8477/96.

15. Wan, W., and Briggs, J. A. G. (2016) Cryo-Electron Tomography and Subtomogram Averaging, 1st Edn, Elsevier.

16. Nesterov, S. V., Chesnokov, Yu. M., Kamyshinsky, R. A., Yaguzhinsky, L. S., and Vasilov, R. G. (2020) Determining the structure and location of the ATP synthase in the membranes of rat’s heart mitochondria using cryoelectron tomography, Nanotechnol. Russia, 15, 83-89, doi: 10.1134/S1995078020010139.

17. Liu, Y.-T., Zhang, H., Wang, H., Tao, C.-L., Bi, G.-Q., and Zhou, Z. H. (2022) Isotropic reconstruction for electron tomography with deep learning, Nat. Commun., 13, 6482, doi: 10.1038/s41467-022-33957-8.

18. Martinez-Sanchez, A., Garcia, I., Asano, S., Lucic, V., and Fernandez, J. J. (2014) Robust membrane detection based on tensor voting for electron tomography, J. Struct. Biol., 186, 49-61, doi: 10.1016/j.jsb.2014.02.015.

19. Castaño-Díez, D., Kudryashev, M., Arheit, M., and Stahlberg, H. (2012) Dynamo: A flexible, user-friendly development tool for subtomogram averaging of cryo-EM data in high-performance computing environments, J. Struct. Biol., 178, 139-151, doi: 10.1016/j.jsb.2011.12.017.

20. Tegunov, D., and Cramer, P. (2019) Real-time cryo-electron microscopy data preprocessing with Warp, Nat. Methods, 16, 1146-1152, doi: 10.1038/s41592-019-0580-y.

21. Bharat, T. A. M., and Scheres, S. H. W. (2016) Resolving macromolecular structures from electron cryo-tomography data using subtomogram averaging in RELION, Nat. Protoc., 11, 2054-2065, doi: 10.1038/nprot.2016.124.

22. Asano, S., Fukuda, Y., Beck, F., Aufderheide, A., Förster, F., Danev, R., and Baumeister, W. (2015) A molecular census of 26S proteasomes in intact neurons, Science, 347, 439-442, doi: 10.1126/science.1261197.

23. Ashleigh, T., Swerdlow, R. H., and Beal, M. F. (2023) The role of mitochondrial dysfunction in Alzheimer’s disease pathogenesis, Alzheimers Dement., 19, 333-342, doi: 10.1002/alz.12683.

24. Bhatia, S., Rawal, R., Sharma, P., Singh, T., Singh, M., and Singh, V. (2022) Mitochondrial dysfunction in Alzheimer’s disease: opportunities for drug development, Curr. Neuropharmacol., 20, 675-692, doi: 10.2174/1570159X19666210517114016.

25. Eubel, H., Heinemeyer, J., and Braun, H.-P. (2004) Identification and characterization of respirasomes in potato mitochondria, Plant Physiol., 134, 1450-1459, doi: 10.1104/pp.103.038018.

26. Chaban, Y., Boekema, E. J., and Dudkina, N. V. (2014) Structures of mitochondrial oxidative phosphorylation supercomplexes and mechanisms for their stabilization, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 418-426, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.10.004.

27. Dudkina, N. V., Kouřil, R., Peters, K., Braun, H.-P., and Boekema, E. J. (2010) Structure and function of mitochondrial supercomplexes, Biochim. Biophys. Acta, 1797, 664-670, doi: 10.1016/j.bbabio.2009.12.013.

28. Bultema, J. B., Braun, H.-P., Boekema, E. J., and Kouril, R. (2009) Megacomplex organization of the oxidative phosphorylation system by structural analysis of respiratory supercomplexes from potato, Biochim. Biophys. Acta, 1787, 60-67, doi: 10.1016/j.bbabio.2008.10.010.

29. Dudkina, N. V., Kudryashev, M., Stahlberg, H., and Boekema, E. J. (2011) Interaction of complexes I, III, and IV within the bovine respirasome by single particle cryoelectron tomography, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108, 15196-15200, doi: 10.1073/pnas.1107819108.

30. Mühleip, A., Flygaard, R. K., Baradaran, R., Haapanen, O., Gruhl, T., Tobiasson, V., Maréchal, A., Sharma, V., and Amunts, A. (2023) Structural basis of mitochondrial membrane bending by the I-II-III2-IV2 supercomplex, Nature, 615, 934-938, doi: 10.1038/s41586-023-05817-y.

31. Guo, R., Zong, S., Wu, M., Gu, J., and Yang, M. (2017) Architecture of human mitochondrial respiratory megacomplex I2III2IV2, Cell, 170, 1247-1257.e12, doi: 10.1016/j.cell.2017.07.050.

32. Gu, J., Wu, M., Guo, R., Yan, K., Lei, J., Gao, N., and Yang, M. (2016) The architecture of the mammalian respirasome, Nature, 537, 639-643, doi: 10.1038/nature19359.

33. Vercellino, I., and Sazanov, L. A. (2021) Structure and assembly of the mammalian mitochondrial supercomplex CIII2CIV, Nature, 598, 364-367, doi: 10.1038/s41586-021-03927-z.

34. Klusch, N., Dreimann, M., Senkler, J., Rugen, N., Kühlbrandt, W., and Braun, H.-P. (2023) Cryo-EM structure of the respiratory I + III2 supercomplex from Arabidopsis thaliana at 2 Å resolution, Nat Plants., 9, 142-156, doi: 10.1038/s41477-022-01308-6.

35. Kühlbrandt, W. (2015) Structure and function of mitochondrial membrane protein complexes, BMC Biol., 13, 89, doi: 10.1186/s12915-015-0201-x.

36. Strauss, M., Hofhaus, G., Schröder, R. R., and Kühlbrandt, W. (2008) Dimer ribbons of ATP synthase shape the inner mitochondrial membrane, EMBO J., 27, 1154-1160, doi: 10.1038/emboj.2008.35.

37. Garab, G., Yaguzhinsky, L. S., Dlouhý, O., Nesterov, S. V., Špunda, V., and Gasanoff, E. S. (2022) Structural and functional roles of non-bilayer lipid phases of chloroplast thylakoid membranes and mitochondrial inner membranes, Prog. Lipid. Res., 86, 101163, doi: 10.1016/j.plipres.2022.101163.

38. Gasanov, S. E., Kim, A. A., Yaguzhinsky, L. S., and Dagda, R. K. (2018) Non-bilayer structures in mitochondrial membranes regulate ATP synthase activity, Biochim. Biophys. Acta, 1860, 586-599, doi: 10.1016/j.bbamem.2017.11.014.

39. Paradies, G., Paradies, V., De Benedictis, V., Ruggiero, F. M., and Petrosillo, G. (2014) Functional role of cardiolipin in mitochondrial bioenergetics, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 408-417, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.10.006.

40. Epremyan, K. K., Goleva, T. N., Rogov, A. G., Lavrushkina, S. V., Zinovkin, R. A., and Zvyagilskaya, R. A. (2022) The first Yarrowia lipolytica yeast models expressing hepatitis B virus X protein: changes in mitochondrial morphology and functions, Microorganism, 10, 1817, doi: 10.3390/microorganisms10091817.

41. Völgyi, K., Badics, K., Sialana, F. J., Gulyássy, P., Udvari, E. B., Kis, V., Drahos, L., Lubec, G., Kékesi, K. A., and Juhász, G. (2018) Early presymptomatic changes in the proteome of mitochondria-associated membrane in the APP/PS1 mouse model of Alzheimer’s disease, Mol. Neurobiol., 55, 7839-7857, doi: 10.1007/s12035-018-0955-6.

42. Buzhynskyy, N., Sens, P., Prima, V., Sturgis, J. N., and Scheuring, S. (2007) Rows of ATP synthase dimers in native mitochondrial inner membranes, Biophys. J., 93, 2870-2876, doi: 10.1529/biophysj.107.109728.

43. Blum, T. B., Hahn, A., Meier, T., Davies, K. M., and Kühlbrandt, W. (2019) Dimers of mitochondrial ATP synthase induce membrane curvature and self-assemble into rows, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 116, 4250-4255, doi: 10.1073/pnas.1816556116.

44. Davies, K. M., Blum, T. B., and Kühlbrandt, W. (2018) Conserved in situ arrangement of complex I and III2 in mitochondrial respiratory chain supercomplexes of mammals, yeast, and plants, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 115, 3024-3029, doi: 10.1073/pnas.1720702115.

45. Beltrán-Heredia, E., Tsai, F.-C., Salinas-Almaguer, S., Cao, F. J., Bassereau, P., and Monroy, F. (2019) Membrane curvature induces cardiolipin sorting, Commun. Biol., 2, 1-7, doi: 10.1038/s42003-019-0471-x.

46. Arias-Cartin, R., Grimaldi, S., Arnoux, P., Guigliarelli, B., and Magalon, A. (2012) Cardiolipin binding in bacterial respiratory complexes: structural and functional implications, Biochim. Biophys. Acta, 1817, 1937-1949, doi: 10.1016/j.bbabio.2012.04.005.

47. Arnarez, C., Marrink, S. J., and Periole, X. (2013) Identification of cardiolipin binding sites on cytochrome c oxidase at the entrance of proton channels, Sci. Rep., 3, 1-9, doi: 10.1038/srep01263.

48. Duncan, A. L., Robinson, A. J., and Walker, J. E. (2016) Cardiolipin binds selectively but transiently to conserved lysine residues in the rotor of metazoan ATP synthases, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 8687-8692, doi: 10.1073/pnas.1608396113.

49. Pfeiffer, K., Gohil, V., Stuart, R. A., Hunte, C., Brandt, U., Greenberg, M. L., and Schägger, H. (2003) Cardiolipin stabilizes respiratory chain supercomplexes, J. Biol. Chem., 278, 52873-52880, doi: 10.1074/jbc.M308366200.

50. Mühleip, A., McComas, S. E., and Amunts, A. (2019) Structure of a mitochondrial ATP synthase with bound native cardiolipin, eLife, 8, e51179, doi: 10.7554/eLife.51179.

51. Mileykovskaya, E., and Dowhan, W. (2014) Cardiolipin-dependent formation of mitochondrial respiratory supercomplexes, Chem. Phys. Lipids, 179, 42-48, doi: 10.1016/j.chemphyslip.2013.10.012.

52. Zhang, M., Mileykovskaya, E., and Dowhan, W. (2005) Cardiolipin is essential for organization of complexes III and IV into a supercomplex in intact yeast mitochondria, J. Biol. Chem., 280, 29403-29408, doi: 10.1074/jbc.M504955200.

53. Zhang, M., Mileykovskaya, E., and Dowhan, W. (2002) Gluing the respiratory chain together. Cardiolipin is required for supercomplex formation in the inner mitochondrial membrane, J. Biol. Chem., 277, 43553-43556, doi: 10.1074/jbc.C200551200.

54. Mileykovskaya, E., and Dowhan, W. (2009) Cardiolipin membrane domains in prokaryotes and eukaryotes, Biochim. Biophys. Acta, 1788, 2084-2091, doi: 10.1016/j.bbamem.2009.04.003.

55. Diaz-Rohrer, B., Levental, K. R., and Levental, I. (2014) Rafting through traffic: Membrane domains in cellular logistics, Biochim. Biophys. Acta, 1838, 3003-3013, doi: 10.1016/j.bbamem.2014.07.029.

56. Zabara, A., Meikle, T. G., Newman, J., Peat, T. S., Conn, C. E., and Drummond, C. J. (2017) The nanoscience behind the art of in meso crystallization of membrane proteins, Nanoscale, 9, 754-763, doi: 10.1039/C6NR07634C.