БИОХИМИЯ, 2024, том 89, вып. 1, с. 194–207

УДК 576.31

Нарушение сборки полноценных виментиновых филаментов подавляет процесс образования и созревания фокальных контактов и приводит к изменению типа клеточных протрузий

© 2024 А.О. Жолудева 1, Н.С. Потапов 2, Е.А. Козлова 2, М.Е. Ломакина 1, А.Ю. Александрова 1tonya_alex@yahoo.com

1 ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России, 115478 Москва, Россия

2 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119234 Москва, Россия

Поступила в редакцию 04.09.2023
После доработки 01.12.2023
Принята к публикации 03.12.2023

DOI: 10.31857/S0320972524010115

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: виментиновые промежуточные филаменты, филоподия, блеб, фокальные контакты, актиновый кортекс.

Аннотация

Клеточная миграция во многом определяется типом протрузий, которые образует клетка. Мезенхимальная миграция осуществляется за счёт образования ламеллиподий и/или филоподий, а основой амебоидной миграции являются мембранные блебы. Изменение условий миграции может приводить к смене характера клеточного движения, например, ингибирование Arp2/3-зависимой полимеризации актина ингибитором СК‑666 вызывает переход от мезенхимального движения к амебоидному. Способность клеток переключаться с одного типа движения на другой называется пластичностью миграции. Клеточные механизмы, регулирующие миграционную пластичность, изучены плохо. Одним из факторов, определяющих возможность миграционной пластичности, может быть наличие и организация виментиновых промежуточных филаментов (ВПФ). Чтобы ответить на вопрос, влияет ли организация ВПФ на способность фибробластов формировать мембранные блебы, мы использовали крысиные эмбриональные фибробласты REF52 с нормальной организацией ВПФ, с нокаутом ВПФ (REF–/–) и с мутацией, ингибирующей сборку полноценных ВПФ (REF117). Образование блебов вызывали обработкой клеток СК‑666. Нокаут виментина не приводил к статистически значимому увеличению количества клеток, образующих блебы. Среди фибробластов с виментином в виде коротких фрагментов существенно возрастало количество клеток с блебами как в контрольной культуре, так и под действием СК‑666. Нарушение организации ВПФ не вызывало изменения микротрубочек или фосфорилирования малой цепи миозина, но приводило к значительному изменению фокальных контактов (ФК). Наиболее заметное и статистически достоверное уменьшение размеров и количества ФК наблюдалось в клетках REF117. Мы считаем, что регуляция мембранного блеббинга ВПФ опосредуется их действием на систему ФК. При культивировании фибробластов с различной организацией ВПФ в трёхмерном коллагеновом геле было показано, что организация ВПФ определяет характер образуемых клеткой протрузий, что, в свою очередь, определяет характер движения клеток. Показана новая роль ВПФ как регулятора мембранного блеббинга, характеризующего переход к амебоидному движению.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Вклад авторов

А.Ю. Александрова – концепция и руководство работой; А.О. Жолудева, Н.С. Потапов, Е.А. Козлова, М.Е. Ломакина – проведение экспериментов; А.О. Жолудева, М.Е. Ломакина – написание текста, А.О. Жолудева, М.Е. Ломакина, А.Ю. Александрова – редактирование текста статьи.

Финансирование

Работа поддержана Российским научным фондом (грант № 22-15-00347).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с использованием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Petrie, R. J., and Yamada, K. M. (2012) At the leading edge of three-dimensional cell migration, J. Cell Sci., 125, 5917-5926, https://doi.org/10.1242/jcs.093732.

2. Pollard, T. D., and Borisy, G. G. (2003) Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments, Cell, 112, 453-465, https://doi.org/10.1016/s0092-8674(03)00120-x.

3. Charras, G. T., Hu, C. K., Coughlin, M., and Mitchison, T. J. (2006) Reassembly of contractile actin cortex in cell blebs, J. Cell Biol., 175, 477-490, https://doi.org/10.1083/jcb.200602085.

4. Charras, G. T., Coughlin, M., Mitchison, T. J., and Mahadevan, L. (2008) Life and times of a cellular bleb, Biophys. J., 94, 1836-1853, https://doi.org/10.1529/biophysj.107.113605.

5. Chikina, A. S., Svitkina, T. M., and Alexandrova, A. Y. (2019) Time-resolved ultrastructure of the cortical actin cytoskeleton in dynamic membrane blebs, J. Cell Biol., 218, 445-454, https://doi.org/10.1083/jcb.201806075.

6. Laster, S. M., and Mackenzie, J. M. (1996) Bleb formation and F-actin distribution during mitosis and tumor necrosis factor-induced apoptosis, Microsc. Res. Tech., 34, 272-280, https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0029(19960615)34:3<272::AID-JEMT10>3.0.CO;2-J.

7. Charras, G., and Paluch, E. (2008) Blebs lead the way: how to migrate without lamellipodia, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 9, 730-736, https://doi.org/10.1038/nrm2453.

8. Fackler, O. T., and Grosse, R. (2008) Cell motility through plasma membrane blebbing, J. Cell Biol., 181, 879-884, https://doi.org/10.1083/jcb.200802081.

9. Paluch, E. K., and Raz, E. (2013) The role and regulation of blebs in cell migration, Curr. Opin. Cell Biol., 25, 582-590, https://doi.org/10.1016/j.ceb.2013.05.005.

10. Taddei, M. L., Giannoni, E., Morandi, A., Ippolito, L., Ramazzotti, M., et al. (2014) Mesenchymal to amoeboid transition is associated with stem-like features of melanoma cells, Cell Commun. Signal., 12, 24, https://doi.org/10.1186/1478-811X-12-24.

11. Friedl, P., and Alexander, S. (2011) Cancer invasion and the microenvironment: plasticity and reciprocity, Cell, 147, 992-1009, https://doi.org/10.1016/j.cell.2011.11.016.

12. Friedl, P., and Wolf, K. (2010) Plasticity of cell migration: a multiscale tuning model, J. Cell Biol., 188, 11-19, https://doi.org/10.1083/jcb.200909003.

13. Balzer, E. M., Tong, Z., Paul, C. D., Hung, W. C., Stroka, K. M., et al. (2012) Physical confinement alters tumor cell adhesion and migration phenotypes, FASEB J., 26, 4045-4056, https://doi.org/10.1096/fj.12-211441.

14. Holle, A. W., Govindan Kutty Devi, N., Clar, K., Fan, A., Saif, T., et al. (2019) Cancer cells invade confined microchannels via a self-directed mesenchymal-to-amoeboid transition, Nano Lett., 10, 2280-2290, https://doi.org/10.1021/acs.nanolett.8b04720.

15. Paul, C., Mistriotis, P., and Konstantopoulos, K. (2017) Cancer cell motility: lessons from migration in confined spaces, Nat. Rev. Cancer, 17, 131-140, https://doi.org/10.1038/nrc.2016.123.

16. Liu, Y. J., Le Berre, M., Lautenschlaeger, F., Maiuri, P., Callan-Jones, A., et al. (2015) Confinement and low adhesion induce fast amoeboid migration of slow mesenchymal cells, Cell, 160, 659-672, https://doi.org/10.1016/j.cell.2015.01.007.

17. Paluch, E., Piel, M., Prost, J., Bornens, M., and Sykes, C. (2005) Cortical actomyosin breakage triggers shape oscillations in cells and cell fragments, Biophys. J., 89, 724-733, https://doi.org/10.1529/biophysj.105.060590.

18. Diz-Munoz, A., Krieg, M., Bergert, M., Ibarlucea-Benitez, I., Muller, D. J., et al. (2010) Control of directed cell migration in vivo by membrane-to cortex attachment, PLoS Biol., 8, e1000544, https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000544.

19. Chikina, A. S., Rubtsova, S. N., Lomakina, M. E., Potashnikova, D. M., Vorobjev, I. A., and Alexandrova, A. Y. (2019) Transition from mesenchymal to bleb-based motility is predominantly exhibited by CD133-positive subpopulation of fibrosarcoma cells, Biol. Cell, 111, 245-261, https://doi.org/10.1111/boc.201800078.

20. Seetharaman, S., and Etienne-Manneville, S. (2020) Cytoskeletal crosstalk in cell migration, Trends Cell Biol., 30, 720-735, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2020.06.004.

21. Kaverina, I., and Straube, A. (2011) Regulation of cell migration by dynamic microtubules, Semin. Cell Dev. Biol., 22, 968-974, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2011.09.017.

22. Garcin, C., and Straube, A. (2019) Microtubules in cell migration, Essays Biochem., 63, 509-520, https://doi.org/10.1042/EBC20190016.

23. Vakhrusheva, A., Endzhievskaya, S., Zhuikov, V., Nekrasova, T., Parshina, E., et al. (2019) The role of vimentin in directional migration of rat fibroblasts, Cytoskeleton (Hoboken), 76, 467-476, https://doi.org/10.1002/cm.21572.

24. Sivagurunathan, S., Vahabikashi, A., Yang, H., Zhang, J., Vazquez, K., et al. (2022) Expression of vimentin alters cell mechanics, cell-cell adhesion, and gene expression profiles suggesting the induction of a hybrid EMT in human mammary epithelial cells, Front. Cell Dev. Biol., 10, 929495, https://doi.org/10.3389/fcell.2022.929495.

25. Leube, R. E., Moch, M., and Windoffer, R. (2015) Intermediate filaments and the regulation of focal adhesion, Curr. Opin. Cell Biol., 32, 13-20, https://doi.org/10.1016/j.ceb.2014.09.011.

26. Zeisberg, M., and Neilson, E. G. (2009) Biomarkers for epithelial-mesenchymal transitions, J. Clin. Invest., 119, 1429-1437, https://doi.org/10.1172/JCI36183.

27. Mendez, M. G., Kojima, S.-I., and Goldman, R. D. (2010) Vimentin induces changes in cell shape, motility, and adhesion during the epithelial to mesenchymal transition, FASEB J., 24, 1838-1851, https://doi.org/10.1096/fj.09-151639.

28. Gregor, M., Osmanagic-Myers, S., Burgstaller, G., Wolfram, M., Fischer, I., et al. (2014) Mechanosensing through focal adhesion-anchored intermediate filaments, FASEB J., 28, 715-729, https://doi.org/10.1096/fj.13-231829.

29. Schoumacher, M., Goldman, R. D., Louvard, D., and Vignjevic, D. M. (2010) Actin, microtubules, and vimentin intermediate filaments cooperate for elongation of invadopodia, J. Cell Biol., 189, 541-556, https://doi.org/10.1083/jcb.200909113.

30. Lahat, G., Zhu, Q. S., Huang, K. L., Wang, S. Z., Bolshakov, S., et al. (2010) Vimentin is a novel anti-cancer therapeutic target; insights from in vitro and in vivo micexenograft studies, PLoS One, 5, e1010, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0214006.

31. Strouhalova, K., Přechová, M., Gandalovičová, A., Brábek, J., Gregor, M., and Rosel, D. (2020) Vimentin intermediate filaments as potential target for cancer treatment, Cancers, 12, 184, https://doi.org/10.3390/cancers12010184.

32. Bergert, M., Erzberger, A., Desai, R. A., Aspalter, I. M., Oates, A. C., et al. (2015) Force transmission during adhesion-independent migration, Nat. Cell Biol., 17, 524-529, https://doi.org/10.1038/ncb3134.

33. Lavenus, S. B., Tudor, S. M., Ullo, M. F., Vosatka, K. W., and Logue, J. S. (2020) A flexible network of vimentin intermediate filaments promotes migration of amoeboid cancer cells through confined environments, J. Biol. Chem., 295, 6700-6709, https://doi.org/10.1074/jbc.RA119.011537.

34. Adams, G., Jr., López, M. P., Cartagena-Rivera, A. X., and Waterman, C. M. (2021) Survey of cancer cell anatomy in nonadhesive confinement reveals a role for filamin-A and fascin-1 in leader bleb-based migration, Mol. Biol. Cell, 32, 1772-1791, https://doi.org/10.1091/mbc.E21-04-0174.

35. Robert, A., Hookway, C., and Gelfand, V. I. (2016) Intermediate filament dynamics: What we can see now and why it matters, Bioessays, 3, 232-243, https://doi.org/10.1002/bies.201500142.

36. Mücke, N., Wedig, T., Bürer, A., Marekov, L. N., Steinert, P. M., et al. (2004) Molecular and biophysical characterization of assembly-starter units of human vimentin, J. Mol. Biol., 340, 97-114, https://doi.org/10.1016/j.jmb.2004.04.039.

37. Terriac, E., Coceano, G., Mavajian, Z., Hageman, T., Christ, A., et al. (2017) Vimentin levels and serine 71 phosphorylation in the control of cell-matrix adhesions, migration speed, and shape of transformed human fibroblasts, Cell, 6, 2, https://doi.org/10.3390/cells6010002.

38. Herrmann, H., and Aebi, U. (2016) Intermediate filaments: structure and assembly, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 8, a018242, https://doi.org/10.1101/cshperspect.a018242.

39. Beckham, Y., Vasquez, R. J., Stricker, J., Sayegh, K., Campillo, C., et al. (2014) Arp2/3 inhibition induces amoeboid-like protrusions in MCF10A epithelial cells by reduced cytoskeletal-membrane coupling and focal adhesion assembly, PLoS One, 9, e100943, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0100943.

40. Meier, M., Padilla, G. P., Herrmann, H., Wedig, T., Hergt, M., et al. (2009) Vimentin coil 1A-A molecular switch involved in the initiation of filament elongation, J. Mol. Biol., 390, 245-261, https://doi.org/10.1016/j.jmb.2009.04.067.

41. Pletjushkina, O. J., Rajfur, Z., Pomorski, P., Oliver, T. N., Vasiliev, J. M., et al. (2001) Induction of cortical oscillations in spreading cells by depolymerization of microtubules, Cell Motil. Cytoskeleton, 48, 235-244, https://doi.org/10.1002/cm.1012.

42. Kanthou, C., and Tozer, G. M. (2002) The tumor vascular targeting agent combretastatin A-4-phosphate induces reorganization of the actin cytoskeleton and early membrane blebbing in human endothelial cells, Blood, 99, 2060-2069, https://doi.org/10.1182/blood.v99.6.2060.

43. Charras, G. T., Yarrow, J. C., Horton, M. A., Mahadevan, L., and Mitchison, T. J. (2005) Non-equilibration of hydrostatic pressure in blebbing cells, Nature, 435, 365-369, https://doi.org/10.1038/nature03550.

44. Bershadsky, A. D., Tint, I. S., and Svitkina, T. M. (1987) Association of intermediate filaments with vinculin-containing adhesion plaques of fibroblasts, Cell Motil. Cytoskeleton, 8, 274-283, https://doi.org/10.1002/cm.970080308.

45. Petrie, R. J., Gavara, N., Chadwick, R. S., and Yamada, K. M. (2012) Nonpolarized signaling reveals two distinct modes of 3D cell migration, J. Cell Biol., 197, 439-455, https://doi.org/10.1083/jcb.201201124.

46. Helfand, B. T., Mendez, M. G., Murthy, S. N., Shumaker, D. K., Grin, B., et al. (2011) Vimentin organization modulates the formation of lamellipodia, Mol. Biol. Cell, 22, 1274-1289, https://doi.org/10.1091/mbc.E10-08-0699.

47. Nobes, C. D., and Hall, A. (1995) Rho, rac, and cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular focal complexes associated with actin stress fibers, lamellipodia, and filopodia, Cell, 81, 53-62, https://doi.org/10.1016/0092-8674(95)90370-4.

48. Lowery, J., Kuczmarski, E. R., Herrmann, H., and Goldman, R. D. (2015) Intermediate filaments play a pivotal role in regulating cell architecture and function, J. Biol. Chem., 290, 17145-17153, https://doi.org/10.1074/jbc.R115.640359.

49. Liu, C. Y., Lin, H. H., Tang, M. J., and Wang, Y. K. (2015) Vimentin contributes to epithelial-mesenchymal transition cancer cell mechanics by mediating cytoskeletal organization and focal adhesion maturation, Oncotarget, 6, 15966-15983, https://doi.org/10.18632/oncotarget.3862.

50. Venu, A. P., Modi, M., Aryal, U., Tcarenkova, E., Jiu, Y., et al. (2022) Vimentin supports directional cell migration by controlling focal adhesions, bioRxiv, https://doi.org/10.1101/2022.10.02.510295.

51. Bergert, M., Chandradoss, S. D., Desai, R. A., and Paluch, E. (2012) Cell mechanics control rapid transitions between blebs and lamellipodia during migration, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 14434-14439, https://doi.org/10.1073/pnas.1207968109.

52. Yasuda-Yamahara, M., Rogg, M., Frimmel, J., Trachte, P., Helmstaedter, M., et al. (2018) FERMT2 links cortical actin structures, plasma membrane tension and focal adhesion function to stabilize podocyte morphology, Matrix Biol., 68-69, 263-279, https://doi.org/10.1016/j.matbio.2018.01.003.

53. Petrie, R. J., Harlin, H. M., Korsak, L. I., and Yamada, K. M. (2017) Activating the nuclear piston mechanism of 3D migration in tumor cells, J. Cell Biol., 216, 93-100, https://doi.org/10.1083/jcb.201605097.