Влияние внеклеточной ДНК из сыворотки крови здоровых мышей и мышей с метастатической меланомой В16 на изменение онкогенных свойств клеток меланомы

1 Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, 630090 Новосибирск, Россия; электронная почта: mironova@niboch.nsc.ru

2 Новосибирский государственный университет, факультет естественных наук, 630090 Новосибирск, Россия

Поступила в редакцию 31.01.2023
После доработки 13.03.2023
Принята к публикации 13.03.2023

DOI: 10.31857/S0320972523070114

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: циркулирующие внеклеточные ДНК, меланома B16.

Статья на английском языке опубликована в режиме Open Access (открытого доступа) на сайте издательства Springer. DOI: 10.1134/S0006297923070118.

Аннотация

В настоящее время значительное повышение уровней внеклеточной ДНК (внДНК) в крови пациентов является общепризнанным маркером развития онкологических заболеваний. Несмотря на то что такая опухоль-ассоциированная внДНК хорошо изучена, ее биологические функции остаются невыясненными. В данной работе мы исследовали влияние внДНК, выделенной из сыворотки крови мышей с метастатической меланомой B16‑F10, на поведение клеток меланомы B16‑F10 in vitro. Было обнаружено, что состав внДНК мышей с меланомой значительно отличается от внДНК сыворотки крови здоровых мышей и по представленности онкогенов и мобильных генетических элементов (МГЭ) схож с геномной ДНК клеток B16. Показано, что внДНК из сыворотки крови мышей с меланомой проникала в клетки В16, вследствие чего в клетках увеличивалась представленность фрагментов онкогенов и МГЭ, и вызывала увеличение экспрессии мРНК Dnase1l3, кодирующего секретируемую ДНКазу, в 5 раз при отсутствии изменения экспрессии мРНК онкогенов Jun, Fos, Ras и Myc. ВнДНК здоровых мышей вызывала активацию экспрессии мРНК EndoG, кодирующего внутриклеточную регуляторную ДНКазу, и повышение в 4 раза экспрессии мРНК онкогенов Fos и Ras, являющихся триггерами большого числа сигнальных каскадов от ингибирования апоптоза до усиления пролиферации опухолевых клеток. Таким образом, очевидно, что циркулирующая внДНК способна проникать в клетки и, несмотря на то что не было обнаружено изменений на уровне жизнеспособности и миграционной активности опухолевых клеток, внДНК даже при однократном воздействии способна вызывать на клеточном уровне изменения, усиливающие онкогенность клеток-реципиентов.

Текст статьи

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Вклад авторов

М.Н.Л., З.М.А. – идея и руководство исследованием; Ф.А.А., А.Л.А., С.А.В., С.И.А. – проведение исследований; А.Л.А., М.Н.Л. – обсуждение результатов экспериментов с согласованием со всеми авторами; Ф.А.А., А.Л.А., М.Н.Л. – написание рукописи; З.М.А. – редактирование рукописи.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 22‑14‑00289).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры с животными проводились в соответствии с рекомендациями по правильному использованию и уходу за лабораторными животными (Директива ЕСС 2010/63/ЕС). Все эксперименты на животных были одобрены и выполнены по рекомендациям биоэтического комитета ФИЦ «Институт цитологии и генетики СО РАН» (Новосибирск, Россия).

Список литературы

1. Oellerich, M., Schütz, E., Beck, J., Kanzow, P., Plowman, P. N., Weiss, G. J., and Walson, P. D. (2017) Using circulating cell-free DNA to monitor personalized cancer therapy, Crit. Rev. Clin. Lab. Sci., 54, 205-218, doi: 10.1080/10408363.2017.1299683.

2. Balla, A., Bhak, J., and Biró, O. (2022) The application of circulating tumor cell and cell-free DNA liquid biopsies in ovarian cancer, Mol. Cell Probes, 66, 101871, doi: 10.1016/j.mcp.2022.101871.

3. Otandault, A., Anker, P., Al Amir Dache, Z., Guillaumon, V., Meddeb, R., Pastor, B., Pisareva, E., Sanchez, C., Tanos, R., Tousch, G., Schwarzenbach, H., and Thierry, A. R. (2019) Recent advances in circulating nucleic acids in oncology, Ann. Oncol., 30, 374-384, doi: 10.1093/annonc/mdz031.

4. Thierry, A. R., El Messaoudi, S., Mollevi, C., Raoul, J. L., Guimbaud, R., Pezet, D., Artru, P., Assenat, E., Borg, C., Mathonnet, M., De La Fouchardière, C., Bouché, O., Gavoille, C., Fiess, C., Auzemery, B., Meddeb, R., Lopez-Crapez, E., Sanchez, C., Pastor, B., and Ychou, M. (2017) Clinical utility of circulating DNA analysis for rapid detection of actionable mutations to select metastatic colorectal patients for anti-EGFR treatment, Ann. Oncol., 28, 2149-2159, doi: 10.1093/annonc/mdx330.

5. Bachet, J. B., Bouché, O., Taieb, J., Dubreuil, O., Garcia, M. L., Meurisse, A., Normand, C., Gornet, J. M., Artru, P., Louafi, S., Bonnetain, F., Thirot-Bidault, A., Baumgaertner, I., Coriat, R., Tougeron, D., Lecomte, T., Mary, F., Aparicio, T., Marthey, L., Taly, V., Blons, H., Vernerey, D., and Laurent-Puig, P. (2018) RAS mutation analysis in circulating tumor DNA from patients with metastatic colorectal cancer: the AGEO RASANC prospective multicenter study, Ann. Oncol., 29, 1211-1219, doi: 10.1093/annonc/mdy061.

6. Keller, L., Guibert, N., Casanova, A., Brayer, S., Farella, M., Delaunay, M., Gilhodes, J., Martin, E., Balagué, G., Favre, G., Pradines, A., and Meyer, N. (2019) Early circulating tumour DNA variations predict tumour response in melanoma patients treated with immunotherapy, Acta Derm. Venereol., 99, 206-210, doi: 10.2340/00015555-3080.

7. Poli, V., and Zanoni, I. (2022) Neutrophil intrinsic and extrinsic regulation of NETosis in health and disease, Trends Microbiol., 31, 280-293, doi: 10.1016/j.tim.2022.10.002.

8. Sounbuli, K., Mironova, N., and Alekseeva, L. (2022) Diverse neutrophil functions in cancer and promising neutrophil-based cancer therapies, Int. J. Mol. Sci., 23, 15827, doi: 10.3390/ijms232415827.

9. Yang, L., Liu, Q., Zhang, X., Liu, X., Zhou, B., Chen, J., Huang, D., Li, J., Li, H., Chen, F., Liu, J., Xing, Y., Chen, X., Su, S., and Song, E. (2020) DNA of neutrophil extracellular traps promotes cancer metastasis via CCDC25, Nature, 583, 133-138, doi: 10.1038/s41586-020-2394-6.

10. García-Olmo, D. C., and García-Olmo, D. (2013) Biological role of cell-free nucleic acids in cancer: the theory of genometastasis, Crit. Rev. Oncog., 18, 153-161, doi: 10.1615/critrevoncog.v18.i1-2.90.

11. García-Olmo, D., García-Olmo, D. C., Domínguez-Berzosa, C., Guadalajara, H., Vega, L., and García-Arranz, M. (2012) Oncogenic transformation induced by cell-free nucleic acids circulating in plasma (genometastasis) remains after the surgical resection of the primary tumor: a pilot study, Expert Opin. Biol. Ther., 12 Suppl 1, S61-S68, doi: 10.1517/14712598.2012.685151.

12. Olmedillas-López, S., García-Olmo, D. C., García-Arranz, M., Peiró-Pastor, R., Aguado, B., and García-Olmo, D. (2018) Liquid biopsy by NGS: differential presence of exons (DPE) in cell-free DNA reveals different patterns in metastatic and nonmetastatic colorectal cancer, Cancer Med., 7, 1706-1716, doi: 10.1002/cam4.1399.

13. Mittra, I., Khare, N. K., Raghuram, G. V., Chaubal, R., Khambatti, F., Gupta, D., Gaikwad, A., Prasannan, P., Singh, A., Iyer, A., Singh, A., Upadhyay, P., Nair, N. K., Mishra, P. K., and Dutt, A. (2015) Circulating nucleic acids damage DNA of healthy cells by integrating into their genomes, J. Biosci., 40, 91-111, doi: 10.1007/s12038-015-9508-6.

14. Souza, A. G., Bastos, V. A. F., Fujimura, P. T., Ferreira, I. C. C., Leal, L. F., da Silva, L. S., Laus, A. C., Reis, R. M., Martins, M. M., Santos, P. S., Corrêa, N. C. R., Marangoni, K., Thomé, C. H., Colli, L. M., Goulart, L. R., and Goulart, V. A. (2020) Cell-free DNA promotes malignant transformation in non-tumor cells, Sci. Rep., 10, 21674, doi: 10.1038/s41598-020-78766-5.

15. Alekseeva, L. A., Mironova, N. L., Brenner, E. V., Kurilshikov, A. M., Patutina, O. A., and Zenkova, M. A. (2017) Alteration of the exDNA profile in blood serum of LLC-bearing mice under the decrease of tumour invasion potential by bovine pancreatic DNase I treatment, PLoS One, 12, e0171988, doi: 10.1371/journal.pone.0171988.

16. Alekseeva, L. A., Sen’kova, A. V., Zenkova, M. A., and Mironova, N. L. (2020) Targeting circulating SINEs and LINEs with DNase I provides metastases inhibition in experimental tumor models, Mol. Ther. Nucleic Acids, 20, 50-61, doi: 10.1016/j.omtn.2020.01.035.

17. Alekseeva, L., Sen’kova, A., Savin, I., Zenkova, M., and Mironova, N. (2021) Human recombinant DNase I (Pulmozyme^®) inhibits lung metastases in murine metastatic b16 melanoma model that correlates with restoration of the DNase activity and the decrease SINE/LINE and c-Myc fragments in blood cell-free DNA, Int. J. Mol. Sci., 22, 12074, doi: 10.3390/ijms222112074.

18. Park, J. G., Kramer, B. S., Steinberg, S. M., Carmichael, J., Collins, J. M., Minna, J. D., and Gazdar, A. F. (1987) Chemosensitivity testing of human colorectal carcinoma cell lines using a tetrazolium-based colorimetric assay, Cancer Res., 47, 5875-5879.

19. Lee, T. H., Chennakrishnaiah, S., Audemard, E., Montermini, L., Meehan, B., and Rak, J. (2014) Oncogenic ras-driven cancer cell vesiculation leads to emission of double-stranded DNA capable of interacting with target cells, Biochem. Biophys. Res. Commun., 451, 295-301, doi: 10.1016/j.bbrc.2014.07.109.

20. Baca, S. C., Prandi, D., Lawrence, M. S., Mosquera, J. M., Romanel, A., Drier, Y., Park, K., Kitabayashi, N., MacDonald, T. Y., Ghandi, M., Van Allen, E., Kryukov, G. V., Sboner, A., Theurillat, J. P., Soong, T. D., Nickerson, E., Auclair, D., Tewari, A., Beltran, H., Onofrio, R. C., Boysen, G., Guiducci, C., Barbieri, C. E., Cibulskis, K., Sivachenko, A., Carter, S. L., Saksena, G., Voet, D., Ramos, A. H., Winckler, W., Cipicchio, M., Ardlie, K., Kantoff, P. W., Berger, M. F., Gabriel, S. B., Golub, T. R., Meyerson, M., Lander, E. S., Elemento, O., Getz, G., Demichelis, F., Rubin, M. A., and Garraway, L. A. (2013) Punctuated evolution of prostate cancer genomes, Cell, 153, 666-677, doi: 10.1016/j.cell.2013.03.021.

21. Chen, R., Du, J., Zhu, H., and Ling, Q. (2021) The role of cGAS-STING signalling in liver diseases, JHEP Rep., 3, 100324, doi: 10.1016/j.jhepr.2021.100324.

22. Brezgin, S., Kostyusheva, A., Ponomareva, N., Volia, V., Goptar, I., Nikiforova, A., Shilovskiy, I., Smirnov, V., Kostyushev, D., and Chulanov, V. (2020) Clearing of foreign episomal DNA from human cells by CRISPRa-mediated activation of cytidine deaminases, Int. J. Mol. Sci., 21, 6865, doi: 10.3390/ijms21186865.

23. Cotterman, R., Jin, V. X., Krig, S. R., Lemen, J. M., Wey, A., Farnham, P. J., and Knoepfler, P. S. (2008) N-Myc regulates a widespread euchromatic program in the human genome partially independent of its role as a classical transcription factor, Cancer Res., 68, 9654-9662, doi: 10.1158/0008-5472.CAN-08-1961.

24. Judson, H., van Roy, N., Strain, L., Vandesompele, J., Van Gele, M., Speleman, F., and Bonthron, D. T. (2000) Structure and mutation analysis of the gene encoding DNA fragmentation factor 40 (caspase-activated nuclease), a candidate neuroblastoma tumour suppressor gene, Hum Genet., 106, 406-413, doi: 10.1007/s004390000257.

25. Larsen, B. D., and Sorensen, C. S. (2017) The caspase-activated DNase: apoptosis and beyond, FEBS J., 284, 1160-1170, doi: 10.1111/febs.13970.

26. Alekseeva, L., and Mironova, N. (2021) Role of cell-free DNA and deoxyribonucleases in tumor progression, Int. J. Mol. Sci., 22, 12246, doi: 10.3390/ijms222212246.

27. Fahmi, T., Wang, X., Zhdanov, D. D., Islam, I., Apostolov, E. O., Savenka, A. V., and Basnakian, A. G. (2020) DNase I induces other endonucleases in kidney tubular epithelial cells by its DNA-degrading activity, Int. J. Mol. Sci., 21, 8665, doi: 10.3390/ijms21228665.

28. McCord, J. J., Engavale, M., Masoumzadeh, E., Villarreal, J., Mapp, B., Latham, M. P., Keyel, P. A., and Sutton, R. B. (2022) Structural features of Dnase1L3 responsible for serum antigen clearance, Commun. Biol., 5, 825, doi: 10.1038/s42003-022-03755-5.

29. Wang, G., Lam, W. K. J., Ling, L., Ma, M. L., Ramakrishnan, S., Chan, D. C. T., Lee, W. S., Cheng, S. H., Chan, R. W. Y., Yu, S. C. Y., Tse, I. O. L., Wong, W. T., Jiang, P., Chiu, R. W. K., Allen Chan, K. C., and Lo, Y. M. D. (2022) Fragment ends of circulating microbial DNA as signatures for pathogen detection in sepsis, Clin. Chem., 69, 189-201, doi: 10.1093/clinchem/hvac197.

30. Udou, T., Hachisuga, T., Tsujioka, H., and Kawarabayashi, T. (2004) The role of c-jun protein in proliferation and apoptosis of the endometrium throughout the menstrual cycle, Gynecol. Obstet. Invest., 57, 121-126, doi: 10.1159/000075701.

31. Leech, J. T., Brennan, A., Don, N. A., Mason, J. M., and Kad, N. M. (2022) In vitro single molecule and bulk phase studies reveal the AP-1 transcription factor cFos binds to DNA without its partner cJun, J. Biol. Chem., 298, 102229, doi: 10.1016/j.jbc.2022.102229.

32. Li, C., Kuai, L., Cui, R., and Miao, X. (2022) Melanogenesis and the targeted therapy of melanoma, Biomolecules, 12, 1874, doi: 10.3390/biom12121874.

33. Roers, A., Hiller, B., and Hornung, V. (2016) Recognition of endogenous nucleic acids by the innate immune system, Immunity, 44, 739-754, doi: 10.1016/j.immuni.2016.04.002.

34. Kostjuk, S., Loseva, P., Chvartatskaya, O., Ershova, E., Smirnova, T., Malinovskaya, E., Roginko, O., Kuzmin, V., Izhevskaia, V., Baranova, A., Ginter, E., and Veiko, N. (2012) Extracellular GC-rich DNA activates TLR9- and NF-kB-dependent signaling pathways in human adipose-derived mesenchymal stem cells (haMSCs), Expert. Opin. Biol. Ther., 12 Suppl 1, S99-S111, doi: 10.1517/14712598.2012.690028.

35. Kawai, K., Li, Y. S., Song, M. F., and Kasai, H. (2010) DNA methylation by dimethyl sulfoxide and methionine sulfoxide triggered by hydroxyl radical and implications for epigenetic modifications, Bioorg. Med. Chem. Lett., 20, 260-265, doi: 10.1016/j.bmcl.2009.10.124.

36. Duvvuri, B., and Lood, C. (2019) Cell-free DNA as a biomarker in autoimmune rheumatic diseases, Front. Immunol., 10, 502, doi: 10.3389/fimmu.2019.00502.