БИОХИМИЯ, 2023, том 88, вып. 5, с. 748–760

УДК 577.112.7

Влияние нейродегенеративных мутаций в гене NEFL на тепловую денатурацию белка лёгкой цепи нейрофиламентов

© 2023 В.В. Нефёдова 1*victoria.v.nefedova@mail.ru, Д.С. Ямпольская 1, С.Ю. Клейменов 1,2, Н.А. Чеботарева 1, А.М. Матюшенко 1, Д.И. Левицкий 1

1 Федеральный исследовательский центр «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН, 119071 Москва, Россия

2 Институт биологии развития имени Н.К. Кольцова РАН, 119334 Москва, Россия

Поступила в редакцию 04.01.2023
После доработки 02.03.2023
Принята к публикации 02.03.2023

DOI: 10.31857/S0320972523050044

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: промежуточные филаменты, нейрофиламенты, суперспиральные белки, спектроскопия кругового дихроизма, дифференциальная сканирующая калориметрия.

Аннотация

Проведено исследование влияния аминокислотных замен E90K, N98S и A149V на структуру и тепловую денатурацию молекулы белка лёгкой цепи нейрофиламентов (NFL). Методом кругового дихроизма показано, что данные замены не приводят к изменению в спиральной структуре NFL, однако оказывают заметное влияние на стабильность молекулы. Методом дифференциальной сканирующей калориметрии были идентифицированы калориметрические домены в структуре NFL и показано, что внесение замены E90K приводит к исчезновению низкотемпературного теплового перехода (домен 1). Внесение всех аминокислотных замен приводит к изменениям энтальпии плавления доменов NFL, а также к существенным изменениям температуры плавления некоторых калориметрических доменов. Таким образом, несмотря на то что все указанные аминокислотные замены, вызванные мутациями в гене NEFL, связаны с развитием нейропатии Шарко–Мари–Тута, а две из них даже располагаются очень близко друг к другу в суперспиральном участке 1A, они оказывают различное влияние на структуру и стабильность молекулы NFL.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации в рамках Государственных заданий № 122041100022‑3 (В.В.Н., Д.С.Я., Н.А.Ч., А.М.М., Д.И.Л.) и № 0088-2021-0009 (С.Ю.К.).

Благодарности

При проведении измерений КД использовалось оборудование Центра коллективного пользования «Промышленные биотехнологии» Федерального государственного учреждения ФИЦ «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН.

Вклад авторов

А.М. Матюшенко и В.В. Нефёдова – концепция и руководство работой; Д.С. Ямпольская и В.В. Нефёдова – получение препаратов NFL; C.Ю. Клейменов – выполнение экспериментов методом ДСК; Н.А. Чеботарева – проведение экспериментов методом аналитического ультрацентрифугирования; В.В. Нефёдова и Д.И. Левицкий – написание первоначального текста статьи. Все авторы принимали участие в обсуждении результатов исследования и редактировании окончательной версии статьи.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Herrmann, H., and Aebi, U. (2004) Intermediate filaments: molecular structure, assembly mechanism, and integration into functionally distinct intracellular Scaffolds, Annu. Rev. Biochem., 73, 749-789, doi: 10.1146/annurev.biochem.73.011303.073823.

2. Kornreich, M., Avinery, R., Malka-Gibor, E., Laser-Azogui, A., and Beck, R. (2015) Order and disorder in intermediate filament proteins, FEBS Lett., 589 (19 Pt A), 2464-2476, doi: 10.1016/j.febslet.2015.07.024.

3. Chernyatina, A. A., Nicolet, S., Aebi, U., Herrmann, H., and Strelkov, S. V. (2012) Atomic structure of the vimentin central α-helical domain and its implications for intermediate filament assembly, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 13620-13625, doi: 10.1073/pnas.1206836109.

4. Eldirany, S., Ho, M., Hinbest, A. J., Lomakin, I. B., and Bunick, C. G. (2019) Human keratin 1/10-1B tetramer structures reveal a knob-pocket mechanism in intermediate filament assembly, EMBO J., 38, e100741, doi: 10.15252/embj.2018100741.

5. Strelkov, S. V., Herrmann, H., and Aebi, U., (2003) Molecular architecture of intermediate filaments, Bioessays, 25, 243-251, doi: 10.1002/bies.10246.

6. Block, J., Schroeder, V., Pawelzyk, P., Willenbacher, N., and Koster, S. (2015) Physical properties of cytoplasmic intermediate filaments, Biochim. Biophys. Acta, 1853, 3053-3064, doi: 10.1016/j.bbamcr.2015.05.009.

7. Herrmann, H., Haner, M., Brettel, M., Ku, N. O., and Aebi, U. (1999) Characterization of distinct early assembly units of different intermediate filament proteins, J. Mol. Biol., 286, 1403-1420, doi: 10.1006/jmbi.1999.2528.

8. Brennich, M.E., Vainio, U., Wedig, T., Bauch, S., Herrmann, H., and Köster, S. (2019) Mutation-induced alterations of intra-filament subunit organization in vimentin filaments revealed by SAXS, Soft Matter, 15, 1999-2008, doi: 10.1039/c8sm02281j.

9. Lee, C.-H., Kim, M.-S., Li, S., Leahy, D. J., and Coulombe, P. A. (2020) Structure-function analyses of a keratin heterotypic complex identify specific keratin regions involved in intermediate filament assembly, Structure, 28, 1-8, doi: 10.1016/j.str.2020.01.002.

10. Laser-Azogui, A., Kornreich, M., Malka-Gibor, E., and Beck, R. (2015) Neurofilament assembly and function during neuronal development, Curr. Opin. Cell Biol., 32, 92-101, doi: 10.1016/j.ceb.2015.01.003.

11. Veeranna, Amin, N. D., Ahn, N. G., Jaffe, H., Winters, C. A., Grant, P., and Pant, H. C. (1998) Mitogen-activated protein kinases (Erk1,2) phosphorylate Lys-Ser-Pro (KSP) repeats in neurofilament proteins NF-H and NF-M, J. Neurosci., 18, 4008-4021, doi: 10.1523/JNEUROSCI.18-11-04008.1998.

12. Athlan, E. S., and Mushynski, W. E. (1997) Heterodimeric associations between neuronal intermediate filament proteins, J. Biol. Chem., 272, 31073-31078, doi: 10.1074/jbc.272.49.31073.

13. Garden, M. J., and Eagles, P. A. (1986) Chemical cross-linking analyses of ox neurofilaments, Biochem. J., 234, 587-591, doi: 10.1042/bj2340587.

14. Sasaki, T., Gotow, T., Shiozaki, M., Sakaue, F., Saito, T., Julien, J.-P, Uchiyama, Y., and Hisanaga, S.-I. (2006) Aggregate formation and phosphorylation of neurofilament-L Pro22 Charcot–Marie–Tooth disease mutants, Hum. Mol. Genet., 15, 943-952, doi: 10.1093/hmg/ddl011.

15. Yuan, A., Rao, M. V., Julien, J.-P., and Nixon, R. A. (2003) Neurofilament transport in vivo minimally requires hetero-oligomer formation, J. Neurosci., 23, 9452-9458, doi: 10.1523/JNEUROSCI.23-28-09452.2003.

16. Houlden, H., and Reilly, M. M. (2006) Molecular genetics of autosomal-dominant demyelinating Charcot–Marie–Tooth disease, Neuromolecular Med., 8, 43-62, doi: 10.1385/nmm:8:1-2:43.

17. Yang, Y., Li-Qiang, Gu, Burnette, W. B., and Li, J. (2016) N98S mutation in NEFL gene is dominantly inherited with a phenotype of polyneuropathy and cerebellar atrophy, J. Neurol. Sci., 365, 46-47, doi: 10.1016/j.jns.2016.04.007.

18. Rossor, A. M., Polke, J. M., Houlden, H., and Reilly, M. M. (2013) Clinical implications of genetic advances in Charcot–Marie–Tooth disease, Nat. Rev. Neurol., 9, 562-571, doi: 10.1038/nrneurol.2013.179.

19. Stone, E. J., Kolb, S. J., and Brown, A. (2021) A review and analysis of the clinical literature on Charcot–Marie–Tooth disease caused by mutations in neurofilament protein L, Cytoskeleton, 78, 97-110, doi: 10.1002/cm.21676.

20. Brownlees, J., Ackerley, S., Grierson, A. J., Jacobsen, N. J. O., Shea, K., Anderton, B. H., Nigel Leigh, P., Shaw, C. E., and Miller, C. C. J. (2002) Charcot–Marie–Tooth disease neurofilament mutations disrupt neurofilament assembly and axonal transport, Hum. Mol. Genet., 11, 2837-2844, doi: 10.1093/hmg/11.23.2837.

21. Perez-Olle, R., Jones, S. T., and Liem, R. K. H. (2004) Phenotypic analysis of neurofilament light gene mutations linked to Charcot–Marie–Tooth disease in cell culture models, Hum. Mol. Genet., 13, 2207-2220, doi: 10.1093/hmg/ddh236.

22. Stone, E. J., Uchida, A., and Brown, A. (2019) Charcot–Marie–Tooth disease type 2E/1F mutant neurofilament proteins assemble into neurofilaments, Cytoskeleton (Hoboken), 76, 423-439, doi: 10.1002/cm.21566.

23. Adebola, A. A., Gastri, T. D., He, C.-Z., Salvatierra, L. A., Zhao, J., Brown, K., Lin, C.-S., Worman, H. J., and Liem, R. K. H. (2014) Neurofilament light polypeptide gene N98S mutation in mice leads to neurofilament network abnormalities and a Charcot–Marie–Tooth type 2E phenotype, Hum. Mol. Genet., 24, 2163-2174, doi: 10.1093/hmg/ddu736.

24. Lee, I.-B., Kim, S.-K., Chung, S.-H., Kim, H., Kwon, T. K., Min, D. S., and Chang, J.-S. (2008) The effect of rod domain A148V mutation of neurofilament light chain on filament formation, BMB Rep., 41, 868-874, doi: 10.5483/bmbrep.2008.41.12.868.

25. Jordanova, A., De Jonghe, P., Boerkoel, C. F., Takashima, H., De Vriendt, E., Ceuterick, C., Martin, J.-J., Butler, I. J., Mancias, P., Papasozomenos, S. Ch., Terespolsky, D., Potocki, L., Brown, C.W., Shy, M., Rita, D. A., Tournev, I., Kremensky, I., Lupski, J. R., and Timmerman, V. (2003) Mutations in the neurofilament light chain gene (NEFL) cause early onset severe Charcot–Marie–Tooth disease, Brain, 126, 590-597, doi: 10.1093/brain/awg059.

26. Nevzorov, I. A., and Levitsky, D. I. (2011) Tropomyosin: double helix from the protein world, Biochemistry (Moscow), 76, 1507-1527, doi: 10.1134/S0006297911130098.

27. Nevzorov, I. A., Nikolaeva, O. P., Kainov, Y. A., Redwood, C. S., and Levitsky, D. I. (2011) Conserved noncanonical residue Gly-126 confers instability to the middle part of the tropomyosin molecule, J. Biol. Chem., 286, 15766-15772, doi: 10.1074/jbc.M110.209353.

28. Kremneva, E., Boussouf, S., Nikolaeva, O., Maytum, R., Geeves, M. A., and Levitsky, D. I. (2004) Effects of two familial hypertrophic cardiomyopathy mutations in α-tropomyosin, Asp175Asn and Glu180Gly, on the thermal unfolding of actin-bound tropomyosin, Biophys. J., 87, 3922-3933, doi: 10.1529/biophysj.104.048793.

29. Matyushenko, A. M., Shchepkin, D. V., Kopylova, G. V., Popruga, K. E., Artemova, N. V., Pivovarova, A. V., Bershitsky, S. Y., and Levitsky, D. I. (2017) Structural and functional effects of cardiomyopathy-causing mutations in troponin T-binding region of cardiac tropomyosin, Biochemistry, 56, 250-259, doi: 10.1021/acs.biochem.6b00994.

30. Matyushenko, A. M., Artemova, N. V., Sluchanko, N. N., and Levitsky, D. I. (2015) Effects of two stabilizing substitutions, D137L and G126R, in the middle part of α-tropomyosin on the domain structure of its molecule, Biophys. Chem., 196, 77-85, doi: 10.1016/j.bpc.2014.10.001.

31. Nevzorov, I., Redwood, C., and Levitsky, D. (2008) Stability of two β-tropomyosin isoforms: effects of mutation Arg91Gly, J. Muscle Res. Cell Motil., 29, 173-176, doi: 10.1007/s10974-009-9171-3.

32. Schuck, P., and Rossmanith, P. (2000) Determination of the sedimentation coefficient distribution by least-squares boundary modeling, Biopolymers, 54, 328-341, doi: 10.1002/1097-0282(20001015)54:5<328::AID-BIP40>3.0.CO;2-P.

33. Freire, E., and Biltonen, R. L. (1978) Statistical mechanical deconvolution of thermal transitions in macromolecules. I. Theory and application to homogeneous systems, Biopolymers, 17, 463-479, doi: 10.1002/bip.1978.360170212.

34. Nefedova, V. V., Sudnitsyna, M. V., and Gusev, N. B. (2017) Interaction of small heat shock proteins with light component of neurofilaments (NFL), Cell Stress Chaperones, 22, 467-479, doi: 10.1007/s12192-016-0757-6.

35. Mücke, N., Wedig, T., Bürer, A., Marekov, L. N., Steinert, P. M., Langowski, J., Aebi, U., and Herrmann, H. (2004) Molecular and biophysical characterization of assembly-starter units of human vimentin, J. Mol. Biol., 340, 97-114, doi: 10.1016/j.jmb.2004.04.039.

36. Wickert, U., Mücke, N., Wedig, T., Müller, S. A., Aebi, U., and Herrmann, H. (2005) Characterization of the in vitro co-assembly process of the intermediate filament proteins vimentin and desmin: mixed polymers at all stages of assembly, Eur. J. Cell Biol., 84, 379-391, doi: 10.1016/j.ejcb.2005.01.004.

37. Soellner, P., Quinlan, R. A., and Franke, W. W. (1985) Identification of a distinct soluble subunit of an intermediate filament protein: tetrameric vimentin from living cells, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 7929-7933, doi: 10.1073/pnas.82.23.7929.

38. Minin, A. A., and Moldaver, M. V. (2008) Intermediate vimentin filaments and their role in intracellular organelle distribution, Biochemistry (Moscow), 73, 1453-1466, doi: 10.1134/s0006297908130063.

39. Meier, M., Padilla, G. P., Herrmann, H., Wedig, T., Hergt, M., Patel, T. R., Stetefeld, J., Aebi, U., and Burkhard, P. (2009) Vimentin coil 1A – a molecular switch involved in the initiation of filament elongation, J. Mol. Biol., 390, 245-261, doi: 10.1016/j.jmb.2009.04.067.

40. Vermeire, P.-J., Stalmans, G., Lilina, A. V., Fiala, J., Novak, P., Herrmann, H., and Strelkov, S. V. (2021) Molecular interactions driving intermediate filament assembly, Cells, 10, 2457, doi: 10.3390/cells10092457.

41. Lilina, A. V., Leekens, S., Hashim, H. M., Vermeire, P.-J., Harvey, J. N., Strelkov, S. V. (2022) Stability profile of vimentine rod domain, Protein Sci., 31, e4505, doi: 10.1002/pro.4505.

42. Premchandar, A., Mücke, N., Poznański, J., Wedig, T., Kaus-Drobek, M., Herrmann, H., and Dadlez, M. (2016) Structural dynamics of the vimentin coiled-coil contact regions involved in filament assembly as revealed by hydrogen-deuterium exchange, J. Biol. Chem., 291, 24931-24950, doi: 10.1074/jbc.M116.748145.

43. Simm, D., Hatje, K., and Kollmar, M. (2015) Waggawagga: comparative visualization of coiled-coil predictions and detection of stable single α-helices (SAH domains), Bioinformatics, 31, 767-769, doi: 10.1093/bioinformatics/btu700.