БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 10, с. 1434–1446

УДК 577.3

Влияние дипиридамола на энергизацию мембран и процессы миграции энергии в хроматофорах Rbа. sphaeroides

© 2022 П.П. Нокс 1*knox@biophys.msu.ru, Е.П. Лукашев 1, Б.Н. Корватовский 1, Н.Х. Сейфуллина 1, С.Н. Горячев 1, Э.С. Аллахвердиев 2, В.З. Пащенко 1

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119991 Москва, Россия

Российский национальный медицинский исследовательский центр кардиологии, 121552 Москва, Россия

Поступила в редакцию 07.06.2022
После доработки 24.08.2022
Принята к публикации 24.08.2022

DOI: 10.31857/S0320972522100098

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: хроматофоры, энергизация мембран, миграция энергии, дипиридамол.

Аннотация

Исследовано влияние дипиридамола (ДИП) в концентрациях до 1 мМ на флуоресцентные характеристики светособирающих (LH2 и LH1) комплексов и на состояние фотосинтетичеcкой электрон-транспортной цепи в хроматофорах бактерий Rhodobacter sphaeroides. ДИП оказывает воздействие на эффективность переноса энергии от светособирающего комплекса LH2 к core-комплексу LH1–реакционный центр и приводит к появлению длинноволнового («красного») сдвига полосы поглощения молекул светособирающего бактериохлорофилла в ИК‑области спектра при 840–900 нм. Данный сдвиг связан с образованием энергизованного состояния мембраны. Показано, что ДИП способен восстанавливать фотоокисленный бактериохлорофилл реакционного центра. Это приводит к увеличению потока электронов по электрон-транспортной цепи и генерации трансмембранного потенциала на мембране хроматофора. Полученные результаты важны при анализе возможных механизмов влияния ДИП на активность мембранных функциональных белков. В частности, они могут иметь значение для интерпретации многочисленных терапевтических эффектов ДИП.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Исследование выполнено в рамках научного проекта государственного задания МГУ № 121032500058-7.

Вклад авторов

П.П. Нокс, Е.П. Лукашев, В.З. Пащенко – постановка задач, обсуждение результатов, написание текста; Е.П. Лукашев, Б.Н. Корватовский, С.Н. Горячев, Е.С. Аллахвердиев – проведение экспериментов, обработка результатов; Н.Х. Сейфуллина – приготовление препаратов для исследований.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Jensen, B. O., Kleppe, R., Kopperud, R., and Nygaard, G. (2010) Dipyridamole synergizes with nitric oxide to prolong inhibition of thrombin-induced platelet shape change, Platelets, 22, 8-19, doi: 10.3109/09537104.2010.517581.

2. Shalinsky, D. R., Andreef, M., and Howell, S. B. (1990) Modulation of drug sensitivity by dipyridamole in multidrug resistant tumor cells in vitro, Cancer Res., 50, 7537-7543.

3. Iuliano, L., Colavita, A. R., Leo, R., Praticò, D., and Violi, F. (1997) Oxygen free radicals and platelet activation, Free Radic. Biol. Med., 22, 999-1006, doi: 10.1016/s0891-5849(96)00488-1.

4. Wessler, J. D., Grip, L. T., Mendell, J., and Giugliano, R. P. (2013) The P-glycoprotein transport system and cardiovascular drugs, J. Americ. Coll. Cardiol., 61, 2495-2502, doi: 10.1016/j.jacc.2013.02.058.

5. Aliter, K. F., and Al-Horani, R. A. (2021) Potential therapeutic benefits of dipyridamole in COVID-19 patients, Curr. Pharm. Des., 27, 866-875, doi: 10.2174/1381612826666201001125604.

6. Liu, X., Li, Z., Liu, S., Sun, J., Chen, Z., et al. (2020) Potential therapeutic effects of dipyridamole in the severely ill patients with COVID-19, Acta Pharm. Sin. B, 10, 1205-1215, doi: 10.1016/j.apsb.2020.04.008.

7. Knox, P. P., Churbanova, I. Yu., Lukashev, E. P., Zakharova, N. I., Rubin, A. B., et al. (2000) Dipyridamole and its derivatives modify the kinetics of the electron transport in reaction centers from Rhodobacter sphaeroides, J. Photochem. Photobiol., 56, 68-77, doi: 10.1016/s1011-1344(00)00062-2.

8. Knox, P. P., Lukashev, E. P., Mamedov, M. D., Semenov, A. Yu., Seifullina, N. Kh., et al. (2000) Slowing of proton transport processes in the structure of bacterial reaction centers and bacteriorhodopsin in the presence of dipyridamole, Biochemistry (Moscow), 65, 213-217.

9. Knox, P. P., Lukashev, E. P., Mamedov, M. D., Semenov, A. Yu., and Borissevitch, G. P. (2001) Proton transfer in bacterial reaction centers and bacteriorhodopsin in the presence of dipyridamole, Prog. React. Kinet. Mech., 26, 287-298, doi: 10.3184/007967401103165217.

10. Iuliano, L., Pratico, D., Ghiselli, A., Bonavita, M. S., and Violi, F. (1992) Reaction of dipyridamole with the hydroxyl radical, Lipids, 27, 349-353, doi: 10.1007/BF02536149.

11. Nepomuceno, M. F., Alonso, A., Pereira-Da-Silva, L., and Tabak, M., (1997) Inhibitory effect of dipyridamole and its derivatives on lipid peroxidation in mitochondria, Free Radic. Biol. Med., 23, 1046-1054, doi: 10.1016/s0891-5849(97)00135-4.

12. Almeida, L. E., Castilho, M., Mazo, L. H., and Tabak, M. (1998) Voltammetric and spectroscopic studies of the oxidation of the anti-oxidant drug dipyridamole in acetonitrile and ethanol, Anal. Chim. Acta, 375, 223-231, doi: 10.1016/S0003-2670(98)00501-7.

13. Barzegar, A. (2012) Proton-coupled electron-transfer mechanism for the radical scavenging activity of cardiovascular drug dipyridamole, PLoS One, 7, e39660, doi: 10.1371/journal.pone.0039660.

14. Galati, G., and O’Brien, P. J. (2004) Potential toxicity of flavonoids and other dietary phenolics: significance for their chemopreventive and anticancer properties, Free Radic. Biol. Med., 37, 287-303, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2004.04.034.

15. Knox, P. P., Timofeev, K. N., Gorokhov, V. V., Seifullina, N. Kh., and Rubin, A. B. (2017) Generation of radical form of dipyridamole at illumination of photosynthetic reaction centers of Rb. sphaeroides, Dokl. Biochem. Biophys., 473, 118-121, doi: 10.1134/S1607672917020089.

16. Knox, P. P., Lukashev, E. P., Seyfullina, N. Kh., Gorokhov, V. V., and Rubin, A. B. (2017) The influence of dipyridamole and its derivatives on the membrane energization state of Rhodobacter sphaeroides bacterial chromatophores, Biophysics, 62, 734-741, doi: 10.1134/S0006350917050153.

17. Cartron, M. L., Olsena, J. D., Sener, M., Jackson, P. J., Brindley, A. A., et al. (2014) Integration of energy and electron transfer processes in the photosynthetic membrane of Rhodobacter sphaeroides, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1769-1780, doi: 10.1016/j.bbabio.2014.02.003.

18. Sundström, V., Pullerits, T., and van Grondelle, R. (1999) Photosynthetic light harvesting: reconciling dynamics and structure of purple bacterial LH2 reveals function of photosynthetic unit, J. Phys. Chem. B, 103, 2327-2346, doi: 10.1021/jp983722+.

19. Freiberg, A., Allen, J. P., Williams, J. A. C., and Woodbury, N. W. (1996) Energy trapping and detrapping by wild type and mutant reaction centers of purple non-sulfur bacteria, Photosyn. Res., 48, 309-319, doi: 10.1007/BF00041022.

20. Driscoll, B., Lunceford, C., Lin, S., Woronowicz, K., Niederman, R. A., and Woodbury, N. W. (2014) Energy transfer properties of Rhodobacter sphaeroides chromatophores during adaptation to low light intensity, Phys. Chem. Chem. Phys., 16, 17133-17141, doi: 10.1039/C4CP01981D.

21. Caycedo-Soler, F., Rodrigez, F. J., Quiroga, L., Zhao, G., and Johnson, N. F. (2011) Energy conversion in purple bacteria photosynthesis, in Photosynthesis (Najafpour, M., ed.) INTECH, London, pp. 1-27, doi: 10.5772/26241.

22. Strakhovskaya, M. G., Lukashev, E. P., Korvatovskiy, B. N., Kholina, E. G., Seifullina, N. Kh., et al. (2021) The effect of some antiseptic drugs on the energy transfer in chromatophore photosynthetic membranes of purple non-sulfur bacteria Rhodobacter sphaeroides, Photosyn. Res., 147, 197-209, doi: 10.1007/s11120-020-00807-x.

23. Andersson, P. O., Gillbro, T., Ferguson, L., and Cogdell, R. J. (1990) Spectral shift of purple bacterial carotenoids related to solvent and protein polarizability, in Current Research in Photosynthesis (Baltscheffsky, M., ed.) Vol. II, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp. 117-120.

24. Vredenberg, V. J., and Amesz, J. (1966) Absorption bands of bacteriochlorophyll types in purple bacteria and their response to illumination, Biochim. Biophys. Acta, 126, 244-261, doi: 10.1016/0926-6585(66)90060-4.

25. Barsky, E. L., and Samuilov, V. D. (1979) Blue and red shifts of bacteriochlorophyll absorption band around 880 nm in Rhodospirillum rubrum, Biochim. Biophys. Acta, 548, 448-457, doi: 10.1016/0005-2728(79)90057-4.

26. Kononenko, A. A., Venediktov, P. S., Chemeris, Yu. K., Adamova, N. P., and Rubin, A. B. (1974) Relation between electron transport-linked processes and delayed luminescence in photosynthesizing bacteria, Photosynthetica, 8, 176-183.

27. Junge, W. (1977) Membrane potentials in photosynthesis, Ann. Rev. Plant Physiol., 28, 503-536, doi: 10.1146/annurev.pp.28.060177.002443.

28. McDermot, G., Prince, S. M., Freer, A. A., Hawthornthwaite-Lawless, A. M., Papiz, M. Z., et al. (1995) Crystal-structure of an integral membrane light-harvesting complex from photosynthetic bacteria, Nature, 374, 517-521, doi: 10.1038/374517a0.

29. Poszak, A. W., Howard, T. D., Soutal, J., Gurdiner, A. T., Low, C. J., et al. (2003) Crystal structure of the RC-LH1 core complex from Rhodopseudomonas palustris, Science, 302, 1969-1972, doi: 10.1126/science.1088892.

30. Tabak, M., Castilho, M., Almeida, L. E., and Mazo, L. H. (1998) Voltammetric studies of dipyridamole oxidation in aqueous micellar solutions, Free Radic. Biol. Med., 25, S40, doi: 10.1016/s0891-5849(98)90119-8.

31. Castilho, M., Almeida, L. E., Tabak, M., and Mazo, L. H. (2000) Voltammetric oxidation of dipyridamole in aqueous acid solutions, J. Braz. Chem. Soc., 11, 148-153, doi: 10.1590/S0103-50532000000200008.

32. David, I. G., Iordache, L., Popa, D. E., Buleandra, M., David, V., et al. (2019) Novel voltammetric investigation of dipyridamole at a disposable pencil graphite electrode, Turk. J. Chem., 43, 1109-1122, doi: 10.3906/kim-1903-64.

33. Crofts, A. R., and Wraight, C. A. (1983) The electrochemical domain of photosynthesis, Biochim. Biophys. Acta, 726, 149-185, doi: 10.1016/0304-4173(83)90004-6.

34. Mezzettia, A., Leibla, W., Breton, J., and Nabedryk, E. (2003) Photoreduction of the quinone pool in the bacterial photosynthetic membrane: identification of infrared marker bands for quinol formation, FEBS Lett., 537, 161-165, doi: 10.1016/s0014-5793(03)00118-2.

35. Yin, Y., Yang, S., Yu, L., and Yu, C.-A. (2010) Reaction mechanism of superoxide generation during ubiquinol oxidation by the cytochrome bc1 complex, J. Biol. Chem., 285, 17038-17045, doi: 10.1074/jbc.M110.104364.

36. Remennikov, V. G., and Samuilov, V. D. (1980) Interaction of photosynthetic electron transport chain components Rhodospirillum rubrum with oxygen, Dokl. Akad. Nauk SSSR, 252, 491-494.

37. Knox, P. P., Lukashev, E. P., Timofeev, K. N., and Seifullina, N. Kh. (2002) Effects of oxygen on the dark recombination between photoreduced secondary quinone and oxidized bacteriochlorophyll in Rhodobacter sphaeroides reaction centers, Biochemistry (Moscow), 67, 901-907, doi: 10.1023/a:1019966620850.

38. Husen, P., and Solov’yov, I. A. (2016) Spontaneous binding of molecular oxygen at the Qo-site of the bc1 complex could stimulate superoxide formation, J. Am. Chem. Soc., 138, 12150-12158, doi: 10.1021/jacs.6b04849.

39. Michels, P. A. M., and Konings, W. N. (1978) Structural and functional properties of chromatophores and membrane vesicles from Rhodepseudomonas sphaeroides, Biochim. Biophys. Acta, 507, 353-368, doi: 10.1016/0005-2736(78)90346-2.