БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 10, с. 1412–1424

УДК 577.355.2

О механизме селективного химического замещения бактериофеофитинов в реакционных центрах Rhodobacter sphaeroides R‑26

© 2022 А.А. Забелин *zabelin.bio@gmail.com, В.Б. Ковалев, А.Я. Шкуропатов

ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований РАН», Институт фундаментальных проблем биологии РАН, 142290 Пущино, Московская обл., Россия

Поступила в редакцию 16.06.2022
После доработки 11.07.2022
Принята к публикации 10.08.2022

DOI: 10.31857/S0320972522100074

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: реакционный центр, (бактерио)феофитин, сайт связывания, химическое замещение, мицеллы детергента, Rhodobacter sphaeroides.

Аннотация

С целью выяснения механизма сайт-селективного химического замещения хромофоров в реакционных центрах (РЦ) фотосинтетических бактерий внешними пигментами исследована эффективность встраивания растительного феофитина a (Фео) в сайты связывания молекул бактериофеофитина a (БФео) в изолированных РЦ Rhodobacter sphaeroides R‑26 в зависимости от температуры среды инкубации, агрегационного состояния Фео и присутствия органического растворителя (ацетона). Степень селективного замещения фотохимически неактивных молекул БФео HB составляла ~15% при инкубации смеси РЦ/Фео при 5 °C в условиях, когда Фео находился в водно-детергентной среде инкубации в виде мономеров в составе свободных мицелл детергентов. Эффективность замещения увеличивалась до 40% при инкубации при 25 °С и составляла при этой температуре около 100%, если в среду инкубации добавлялся 10%‑ный ацетон. Степень пигментного замещения была примерно в 2 раза выше при обеих температурах, когда в качестве инкубационной среды использовалась смесь мономеров и димеров Фео в присутствии 10%‑ного ацетона. Удаление ацетона из такой среды с сохранением пигментных форм приводило к значительному снижению эффективности встраивания Фео. Влияние ацетона на пигментное замещение наблюдалось также при повышенной температуре инкубации (43,5 °С), когда частично замещались функционально активные молекулы БФео HA. Результаты обсуждаются в рамках механизма, согласно которому (1) температурно-зависимые внутренние движения белка РЦ являются фактором, облегчающим высвобождение молекулы БФео из сайта связывания и одновременное внедрение молекулы Фео в тот же сайт в сопряжённом процессе, (2) роль температурного фактора в значительной степени зависит от стерической доступности связывающих белковых карманов, (3) встраивание Фео происходит из пула мономерных молекул, включённых в мицеллы РЦ‑детергент, (4) присутствие ацетона в среде инкубации облегчает обмен мономерными молекулами Фео между мицеллами в растворе и детергентным поясом РЦ.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена за счёт средств госзадания «Структура и функции пигмент-белковых комплексов фотосинтезирующих организмов как наноразмерных природных преобразователей солнечной энергии» (№ 122041100204-3).

Благодарности

В работе использовали оборудование (спектрофотометр UV‑1800 («Shimadzu»)) центра коллективного пользования Пущинского научного центра. Авторы выражают благодарность И.А. Шагиной за помощь на начальной стадии работы.

Вклад авторов

А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов – концепция и руководство работой; А.А. Забелин, В.Б. Ковалев – проведение экспериментов; А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов, В.Б. Ковалев – обсуждение результатов исследования; А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов – написание текста.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Дополнительные материалы

Дополнительные материалы

Список литературы

1. Шувалов В. А. (1990) Первичное преобразование световой энергии при фотосинтезе, Наука, Москва.

2. Yehezkeli, O., Tel-Vered, R., Michaeli, D., Willner, I., and Nechushtai, R. (2014) Photosynthetic reaction center-functionalized electrodes for photo-bioelectrochemical cells, Photosynth. Res., 120, 71-85, doi: 10.1007/s11120-013-9796-3.

3. Friebe, V. M., Barszcz, A. J., Jones, M. R., and Frese, R. N. (2022) Sustaining electron transfer pathways extends biohybrid photoelectrode stability to years, Angew. Chem. Int. Ed., 61, e202201148, doi: 10.1002/anie.202201148.

4. Zabelin, A. A., Shkuropatova, V. A., Makhneva, Z. K., Moskalenko, A. A., Shuvalov, V. A., et al. (2014) Chemically modified reaction centers of photosystem II: exchange of pheophytin a with 7-deformyl-7-hydroxymethyl-pheophytin b, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1870-1881, doi: 10.1016/j.bbabio.2014.08.004.

5. Jones, M. (2009) in The Purple Phototrophic Bacteria (Hunter, C. N., Daldal, F., Thurnauer, M. C., Beatty, J. T., eds) Springer, Dordrecht, pp. 295-321, doi: 10.1007/978-1-4020-8815-5_16.

6. Xu, H., Vavilin, D., and Vermaas, W. (2001) Chlorophyll b can serve as the major pigment in functional photosystem II complexes of cyanobacteria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 14168-14173, doi: 10.1073/pnas.251530298.

7. Gan, F., Zhang, S., Rockwell, N. C., Martin, S. S., Lagarias, J. C., et al. (2014) Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light, Science, 345, 1312-1316, doi: 10.1126/science.1256963.

8. Shkuropatov, A. Ya, Khatypov, R. A., Volshchukova, T. S., Shkuropatova, V. A., Owens, T. G., et al. (1997) Spectral and photochemical properties of borohydride-treated D1–D2-cytochrome b-559 complex of photosystem II, FEBS Lett., 420, 171-174, doi: 10.1016/S0014-5793(97)01512-3.

9. Vacha, F., Joseph, D. M., Durrant, J. R., Telfer, A., Klug, D. R., et al. (1995) Photochemistry and spectroscopy of a five-chlorophyll reaction center of photosystem II isolated by using a Cu affinity column, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 2929-2933, doi: 10.1073/pnas.92.7.2929.

10. Scheer, H., and Struck, A. (1993) in The Photosynthetic Reaction Center (Deisenhofer, J., and Norris, J.R., eds) Academic Press, San Diego, pp. 157-192.

11. Scheer, H., and Hartwich, G. (1995) in Anoxygenic Photosynthetic Bacteria (Blankenship, R. E., Madigan, M. T., Bauer, C. E., eds) Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp. 649-663.

12. Meyer, M., Scheer, H., and Breton, J. (1996) Probing native-like orientation of pigments in modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides R26 by linear dichroism, FEBS Lett., 393, 131-134, doi: 10.1016/0014-5793(96)00869-1.

13. Meyer, M. (1997) Pigment-Modified Reaction Centers of Rb. sphaeroides R26.1. Dissertation, University of Munich, Munich.

14. Zinth, W., and Wachtveitl, J. (2005) The first picoseconds in bacterial photosynthesis – ultrafast electron transfer for the efficient conversion of light energy, Chem. Phys. Chem., 6, 871-880, doi: 10.1002/cphc.200400458.

15. Shkuropatov, A. Ya., and Shuvalov, V. A. (1993) Electron transfer in pheophytin a-modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides (R-26), FEBS Lett., 322, 168-172, doi: 10.1016/0014-5793(93)81561-D.

16. Schmidt, S., Arlt, T., Hamm, P., Huber, H., Nägele, T., et al. (1994) Energetics of the primary electron transfer reaction revealed by ultrafast spectroscopy on modified bacterial reaction centers, Chem. Phys. Lett., 223, 116-120, doi: 10.1016/0009-2614(94)00429-3.

17. Schmidt, S., Arlt, T., Hamm, P., Huber, H., Nägele, T., et al. (1995) Primary electron-transfer dynamics in modified bacterial reaction centers containing pheophytin-a instead of bacteriopheophytin-a, Spectrochim. Acta A, 51, 1565-1578, doi: 10.1016/0584-8539(95)01440-6.

18. Kennis, J. T. M., Shkuropatov, A. Ya., van Stokkum, I. H. M., Gast, P., Hoff, A. J., et al. (1997) Formation of a long-lived P+BA state in plant pheophytin-exchanged reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R26 at low temperature, Biochemistry, 36, 16231-16238, doi: 10.1021/bi9712605.

19. Lu, Y., Xu, J., Liu, Y., Liu, B., Xu, C., et al. (2006) Manipulated photocurrent generation from pigment-exchanged photosynthetic proteins adsorbed to nanostructured WO3–TiO2 electrodes, Chem. Commun., 7, 785-787, doi: 10.1039/b514606b.

20. Franken, E. M., Shkuropatov, A. Ya., Francke, C., Neerken, S., Gast, P., et al. (1997) Reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R-26 with selective replacement of bacteriopheophytin by pheophytin a I. Characterisation of steady state absorbance and circular dichroism, and of the P+QA state, Biochim. Biophys. Acta, 1319, 242-250, doi: 10.1016/S0005- 2728(96)00165-X.

21. Zabelin, A. A., and Shkuropatov, A. Ya. (2021) Pigment-modified reaction centers of Chloroflexus aurantiacus: chemical exchange of bacteriopheophytins with plant-type pheophytins, Photosynth. Res., 149, 313-328, doi: 10.1007/s11120-021-00855-x.

22. Katz, J. J., Bowman, M. K., Michalski, T. J., and Worcester, D. L. (1991) in Chlorophylls (Scheer, H., ed.) CRC Press, Boca Raton, Florida, pp. 211-236.

23. Scherz, A., Rosenbach-Belkin, V., and Fisher, J. R. E. (1991) in Chlorophylls (Scheer, H., ed.) CRC Press, Boca Raton, Florida, pp. 237-268.

24. Zabelin, A. A., Shkuropatova, V. A., Shuvalov, V. A., and Shkuropatov, A. Ya. (2011) FTIR spectroscopy of the reaction center of Chloroflexus aurantiacus: photoreduction of the bacteriopheophytin electron acceptor, Biochim. Biophys. Acta, 1807, 1013-1021, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.018.

25. Strain, H. H., and Svec, W. A. (1966) in: The chlorophylls (Vernon, L. P., Seele, G. R., eds) Academic Press, N.Y., pp. 21-66.

26. Scheer, H., Meyer, M., and Katheder, I. (1992) in The Photosynthetic Bacterial Reaction Center II: Structure, Spectroscopy, and Dynamics (Breton, J., and Vermeglio, A., eds) NATO ASI Series, Springer, N.Y., pp. 49-57.

27. Meyer, M., and Scheer, H. (1995) Reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R26 containing C-3 acetyl and vinyl (bacterio)pheophytins at sites HA,B, Photosynth. Res., 44, 55-65, doi: 10.1007/BF00018296.

28. Забелин А. А., Фуфина Т. Ю., Васильева Л. Г., Шкуропатова В. А., Зверева М. Г., и др. (2009) Мутантные реакционные центры Rhodobacter sphaeroides I(L177)H с прочно связанным бактериохлорофиллом а: структурные свойства и пигмент-белковые взаимодействия, Биохимия, 74, 86-94.

29. Гуринович Г. П., Стрелкова Т. И. (1963) Изучение ассоциации молекул некоторых порфиринов, Биофизика, 2, 172-180.

30. Luisetti, J., Möhwald, H., and Galla, H. J. (1979) Spectroscopic and thermodynamic studies of chlorophyll containing monolayers and vesicles. Part II: chlorophyll a and pheophytin a aggregation on DMPC vesicles, Z. Naturforsch., 34, 406-413, doi: 10.1515/znc-1979-5-615.

31. Ballschmitter, K., and Katz, J. J. (1972) Chlorophyll-chlorophyll and chlorophyll-water interactions in the solid state, Biochim. Biophys. Acta, 256, 307-327, doi: 10.1016/0005-728(72)90062-X.

32. Cotton, T. M., Loach, P. A., Katz, J. J., and Ballschmiter, K. (1978) Studies of chlorophyll-chlorophyll and chlorophyll-ligand interactions by visible absorption and infrared spectroscopy at low temperatures, Photochem. Photobiol., 27, 735-749, doi: 10.1111/j.1751-1097.1978.tb07672.x.

33. Луганская А. Н., Лебедев Н. Н., Красновский А. А. (1984) Молекулярная организация феофитина а в водных растворах детергентов, Мол. биол., 18, 963-971.

34. Hynninen, P.H., and Lötjönen, S. (1993) Effects of π−π interactions on the 1H-NMR spectra and solution structures of pheophytin a and a′ dimers, Biochim. Biophys. Acta, 1183, 374-380, doi: 10.1016/0005-2728(93)90242-8.

35. Okamura, M. Y., Isaacson, R. A., and Feher, G. (1979) Spectroscopic and kinetic properties of the transient intermediate acceptor in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides, Biochim. Biophys. Acta, 546, 394-417, doi: 10.1016/0005-2728(79)90076-8.

36. Shuvalov, V. A., Shkuropatov, A. Ya., Kulakova, S. M., Ismailov, M. A., and Shkuropatova, V. A. (1986) Photoreactions of bacteriopheophytins and bacteriochlorophylls in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides and Chloroflexus aurantiacus, Biochim. Biophys. Acta, 849, 337-346, doi: 10.1016/0005-2728(86)90145-3.

37. Khodadadi, S., and Sokolov, A. P. (2015) Protein dynamics: from rattling in a cage to structural relaxation, Soft. Matter., 11, 4984-4998, doi: 10.1039/c5sm00636h.

38. Grimaldo, M., Roosen-Runge, F., Zhang, F., Schreiber, F., and Seydel, T. (2019) Dynamics of proteins in solution, Quart. Rev. Biophys., 52, e7, doi: 10.1017/S0033583519000027.

39. Stoica, I. (2006) Characterization of protein matrix motions in the Rb. sphaeroides photosynthetic reaction center, J. Mol. Model., 12, 468-480, doi: 10.1007/s00894-005-0074-y.

40. Puthenveetil, R., Christenson, E. T., and Vinogradova, O. (2022) New horizons in structural biology of membrane proteins: experimental evaluation of the role of conformational dynamics and intrinsic flexibility, Membranes, 12, 227, doi: 10.3390/membranes12020227.

41. Roth, M., Arnoux, B., Ducruix, A., and Reiss-Husson, F. (1991) Structure of the detergent phase and protein-detergent interactions in crystals of the wild-type (strain y) Rhodobacter sphaeroides photochemical reaction center, Biochemistry, 30, 9403-9413, doi: 10.1021/bi00103a003.

42. Rharbi, Y., and Winnik, M. A. (2001) Solute exchange between surfactant micelles by micelle fragmentation and fusion, Adv. Colloid Interface Sci., 89-90, 25-46, doi: 10.1016/S0001-8686(00)00054-3.

43. Infelta, P.P., and Gratzel, M. (1979) Statistics of solubilizate distribution and its application to pyrene fluorescence in micellar systems. A concise kinetic model, J. Chem. Phys., 70, 179-186, doi: 10.1063/1.437218.

44. Gu, T., and Galera-Gómez, P. A. (1999) The effect of different alcohols and other polar organic additives on the cloud point of Triton X-100 in water, Colloids Surf A Physicochem. Eng. Aspects, 147, 365-370, doi: 10.1016/S0927-7757(98)00710-9.

45. Huber, H., Meyer, M., Nägele, T., Hartl, I., Scheer, H., et al. (1995) Primary photosynthesis in reaction centers containing four different types of electron acceptors at site HA, Chem. Phys., 197, 297-305, doi: 10.1016/0301-0104(95)00132-8.