БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 10, с. 1412–1424

УДК 577.355.2

О механизме селективного химического замещения бактериофеофитинов в реакционных центрах Rhodobacter sphaeroides R‑26

© 2022 А.А. Забелин *zabelin.bio@gmail.com, В.Б. Ковалев, А.Я. Шкуропатов

ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований РАН», Институт фундаментальных проблем биологии РАН, 142290 Пущино, Московская обл., Россия

Поступила в редакцию 16.06.2022
После доработки 11.07.2022
Принята к публикации 10.08.2022

DOI: 10.31857/S0320972522100074

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: реакционный центр, (бактерио)феофитин, сайт связывания, химическое замещение, мицеллы детергента, Rhodobacter sphaeroides.

Аннотация

С целью выяснения механизма сайт-селективного химического замещения хромофоров в реакционных центрах (РЦ) фотосинтетических бактерий внешними пигментами исследована эффективность встраивания растительного феофитина a (Фео) в сайты связывания молекул бактериофеофитина a (БФео) в изолированных РЦ Rhodobacter sphaeroides R‑26 в зависимости от температуры среды инкубации, агрегационного состояния Фео и присутствия органического растворителя (ацетона). Степень селективного замещения фотохимически неактивных молекул БФео HB составляла ~15% при инкубации смеси РЦ/Фео при 5 °C в условиях, когда Фео находился в водно-детергентной среде инкубации в виде мономеров в составе свободных мицелл детергентов. Эффективность замещения увеличивалась до 40% при инкубации при 25 °С и составляла при этой температуре около 100%, если в среду инкубации добавлялся 10%‑ный ацетон. Степень пигментного замещения была примерно в 2 раза выше при обеих температурах, когда в качестве инкубационной среды использовалась смесь мономеров и димеров Фео в присутствии 10%‑ного ацетона. Удаление ацетона из такой среды с сохранением пигментных форм приводило к значительному снижению эффективности встраивания Фео. Влияние ацетона на пигментное замещение наблюдалось также при повышенной температуре инкубации (43,5 °С), когда частично замещались функционально активные молекулы БФео HA. Результаты обсуждаются в рамках механизма, согласно которому (1) температурно-зависимые внутренние движения белка РЦ являются фактором, облегчающим высвобождение молекулы БФео из сайта связывания и одновременное внедрение молекулы Фео в тот же сайт в сопряжённом процессе, (2) роль температурного фактора в значительной степени зависит от стерической доступности связывающих белковых карманов, (3) встраивание Фео происходит из пула мономерных молекул, включённых в мицеллы РЦ‑детергент, (4) присутствие ацетона в среде инкубации облегчает обмен мономерными молекулами Фео между мицеллами в растворе и детергентным поясом РЦ.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Дополнительные материалы

Вклад авторов

А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов – концепция и руководство работой; А.А. Забелин, В.Б. Ковалев – проведение экспериментов; А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов, В.Б. Ковалев – обсуждение результатов исследования; А.А. Забелин, А.Я. Шкуропатов – написание текста.

Финансирование

Работа выполнена за счёт средств госзадания «Структура и функции пигмент-белковых комплексов фотосинтезирующих организмов как наноразмерных природных преобразователей солнечной энергии» (№ 122041100204-3).

Благодарности

В работе использовали оборудование (спектрофотометр UV‑1800 («Shimadzu»)) центра коллективного пользования Пущинского научного центра. Авторы выражают благодарность И.А. Шагиной за помощь на начальной стадии работы.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Шувалов В. А. (1990) Первичное преобразование световой энергии при фотосинтезе, Наука, Москва.

2. Yehezkeli, O., Tel-Vered, R., Michaeli, D., Willner, I., and Nechushtai, R. (2014) Photosynthetic reaction center-functionalized electrodes for photo-bioelectrochemical cells, Photosynth. Res., 120, 71-85, doi: 10.1007/s11120-013-9796-3.

3. Friebe, V. M., Barszcz, A. J., Jones, M. R., and Frese, R. N. (2022) Sustaining electron transfer pathways extends biohybrid photoelectrode stability to years, Angew. Chem. Int. Ed., 61, e202201148, doi: 10.1002/anie.202201148.

4. Zabelin, A. A., Shkuropatova, V. A., Makhneva, Z. K., Moskalenko, A. A., Shuvalov, V. A., et al. (2014) Chemically modified reaction centers of photosystem II: exchange of pheophytin a with 7-deformyl-7-hydroxymethyl-pheophytin b, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1870-1881, doi: 10.1016/j.bbabio.2014.08.004.

5. Jones, M. (2009) in The Purple Phototrophic Bacteria (Hunter, C. N., Daldal, F., Thurnauer, M. C., Beatty, J. T., eds) Springer, Dordrecht, pp. 295-321, doi: 10.1007/978-1-4020-8815-5_16.

6. Xu, H., Vavilin, D., and Vermaas, W. (2001) Chlorophyll b can serve as the major pigment in functional photosystem II complexes of cyanobacteria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 14168-14173, doi: 10.1073/pnas.251530298.

7. Gan, F., Zhang, S., Rockwell, N. C., Martin, S. S., Lagarias, J. C., et al. (2014) Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light, Science, 345, 1312-1316, doi: 10.1126/science.1256963.

8. Shkuropatov, A. Ya, Khatypov, R. A., Volshchukova, T. S., Shkuropatova, V. A., Owens, T. G., et al. (1997) Spectral and photochemical properties of borohydride-treated D1–D2-cytochrome b-559 complex of photosystem II, FEBS Lett., 420, 171-174, doi: 10.1016/S0014-5793(97)01512-3.

9. Vacha, F., Joseph, D. M., Durrant, J. R., Telfer, A., Klug, D. R., et al. (1995) Photochemistry and spectroscopy of a five-chlorophyll reaction center of photosystem II isolated by using a Cu affinity column, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 2929-2933, doi: 10.1073/pnas.92.7.2929.

10. Scheer, H., and Struck, A. (1993) in The Photosynthetic Reaction Center (Deisenhofer, J., and Norris, J.R., eds) Academic Press, San Diego, pp. 157-192.

11. Scheer, H., and Hartwich, G. (1995) in Anoxygenic Photosynthetic Bacteria (Blankenship, R. E., Madigan, M. T., Bauer, C. E., eds) Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp. 649-663.

12. Meyer, M., Scheer, H., and Breton, J. (1996) Probing native-like orientation of pigments in modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides R26 by linear dichroism, FEBS Lett., 393, 131-134, doi: 10.1016/0014-5793(96)00869-1.

13. Meyer, M. (1997) Pigment-Modified Reaction Centers of Rb. sphaeroides R26.1. Dissertation, University of Munich, Munich.

14. Zinth, W., and Wachtveitl, J. (2005) The first picoseconds in bacterial photosynthesis – ultrafast electron transfer for the efficient conversion of light energy, Chem. Phys. Chem., 6, 871-880, doi: 10.1002/cphc.200400458.

15. Shkuropatov, A. Ya., and Shuvalov, V. A. (1993) Electron transfer in pheophytin a-modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides (R-26), FEBS Lett., 322, 168-172, doi: 10.1016/0014-5793(93)81561-D.

16. Schmidt, S., Arlt, T., Hamm, P., Huber, H., Nägele, T., et al. (1994) Energetics of the primary electron transfer reaction revealed by ultrafast spectroscopy on modified bacterial reaction centers, Chem. Phys. Lett., 223, 116-120, doi: 10.1016/0009-2614(94)00429-3.

17. Schmidt, S., Arlt, T., Hamm, P., Huber, H., Nägele, T., et al. (1995) Primary electron-transfer dynamics in modified bacterial reaction centers containing pheophytin-a instead of bacteriopheophytin-a, Spectrochim. Acta A, 51, 1565-1578, doi: 10.1016/0584-8539(95)01440-6.

18. Kennis, J. T. M., Shkuropatov, A. Ya., van Stokkum, I. H. M., Gast, P., Hoff, A. J., et al. (1997) Formation of a long-lived P+BA− state in plant pheophytin-exchanged reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R26 at low temperature, Biochemistry, 36, 16231-16238, doi: 10.1021/bi9712605.

19. Lu, Y., Xu, J., Liu, Y., Liu, B., Xu, C., et al. (2006) Manipulated photocurrent generation from pigment-exchanged photosynthetic proteins adsorbed to nanostructured WO3–TiO2 electrodes, Chem. Commun., 7, 785-787, doi: 10.1039/b514606b.

20. Franken, E. M., Shkuropatov, A. Ya., Francke, C., Neerken, S., Gast, P., et al. (1997) Reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R-26 with selective replacement of bacteriopheophytin by pheophytin a I. Characterisation of steady state absorbance and circular dichroism, and of the P+QA− state, Biochim. Biophys. Acta, 1319, 242-250, doi: 10.1016/S0005- 2728(96)00165-X.

21. Zabelin, A. A., and Shkuropatov, A. Ya. (2021) Pigment-modified reaction centers of Chloroflexus aurantiacus: chemical exchange of bacteriopheophytins with plant-type pheophytins, Photosynth. Res., 149, 313-328, doi: 10.1007/s11120-021-00855-x.

22. Katz, J. J., Bowman, M. K., Michalski, T. J., and Worcester, D. L. (1991) in Chlorophylls (Scheer, H., ed.) CRC Press, Boca Raton, Florida, pp. 211-236.

23. Scherz, A., Rosenbach-Belkin, V., and Fisher, J. R. E. (1991) in Chlorophylls (Scheer, H., ed.) CRC Press, Boca Raton, Florida, pp. 237-268.

24. Zabelin, A. A., Shkuropatova, V. A., Shuvalov, V. A., and Shkuropatov, A. Ya. (2011) FTIR spectroscopy of the reaction center of Chloroflexus aurantiacus: photoreduction of the bacteriopheophytin electron acceptor, Biochim. Biophys. Acta, 1807, 1013-1021, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.018.

25. Strain, H. H., and Svec, W. A. (1966) in: The chlorophylls (Vernon, L. P., Seele, G. R., eds) Academic Press, N.Y., pp. 21-66.

26. Scheer, H., Meyer, M., and Katheder, I. (1992) in The Photosynthetic Bacterial Reaction Center II: Structure, Spectroscopy, and Dynamics (Breton, J., and Vermeglio, A., eds) NATO ASI Series, Springer, N.Y., pp. 49-57.

27. Meyer, M., and Scheer, H. (1995) Reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R26 containing C-3 acetyl and vinyl (bacterio)pheophytins at sites HA,B, Photosynth. Res., 44, 55-65, doi: 10.1007/BF00018296.

28. Забелин А. А., Фуфина Т. Ю., Васильева Л. Г., Шкуропатова В. А., Зверева М. Г., и др. (2009) Мутантные реакционные центры Rhodobacter sphaeroides I(L177)H с прочно связанным бактериохлорофиллом а: структурные свойства и пигмент-белковые взаимодействия, Биохимия, 74, 86-94.

29. Гуринович Г. П., Стрелкова Т. И. (1963) Изучение ассоциации молекул некоторых порфиринов, Биофизика, 2, 172-180.

30. Luisetti, J., Möhwald, H., and Galla, H. J. (1979) Spectroscopic and thermodynamic studies of chlorophyll containing monolayers and vesicles. Part II: chlorophyll a and pheophytin a aggregation on DMPC vesicles, Z. Naturforsch., 34, 406-413, doi: 10.1515/znc-1979-5-615.

31. Ballschmitter, K., and Katz, J. J. (1972) Chlorophyll-chlorophyll and chlorophyll-water interactions in the solid state, Biochim. Biophys. Acta, 256, 307-327, doi: 10.1016/0005-728(72)90062-X.

32. Cotton, T. M., Loach, P. A., Katz, J. J., and Ballschmiter, K. (1978) Studies of chlorophyll-chlorophyll and chlorophyll-ligand interactions by visible absorption and infrared spectroscopy at low temperatures, Photochem. Photobiol., 27, 735-749, doi: 10.1111/j.1751-1097.1978.tb07672.x.

33. Луганская А. Н., Лебедев Н. Н., Красновский А. А. (1984) Молекулярная организация феофитина а в водных растворах детергентов, Мол. биол., 18, 963-971.

34. Hynninen, P.H., and Lötjönen, S. (1993) Effects of π−π interactions on the 1H-NMR spectra and solution structures of pheophytin a and a′ dimers, Biochim. Biophys. Acta, 1183, 374-380, doi: 10.1016/0005-2728(93)90242-8.

35. Okamura, M. Y., Isaacson, R. A., and Feher, G. (1979) Spectroscopic and kinetic properties of the transient intermediate acceptor in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides, Biochim. Biophys. Acta, 546, 394-417, doi: 10.1016/0005-2728(79)90076-8.

36. Shuvalov, V. A., Shkuropatov, A. Ya., Kulakova, S. M., Ismailov, M. A., and Shkuropatova, V. A. (1986) Photoreactions of bacteriopheophytins and bacteriochlorophylls in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides and Chloroflexus aurantiacus, Biochim. Biophys. Acta, 849, 337-346, doi: 10.1016/0005-2728(86)90145-3.

37. Khodadadi, S., and Sokolov, A. P. (2015) Protein dynamics: from rattling in a cage to structural relaxation, Soft. Matter., 11, 4984-4998, doi: 10.1039/c5sm00636h.

38. Grimaldo, M., Roosen-Runge, F., Zhang, F., Schreiber, F., and Seydel, T. (2019) Dynamics of proteins in solution, Quart. Rev. Biophys., 52, e7, doi: 10.1017/S0033583519000027.

39. Stoica, I. (2006) Characterization of protein matrix motions in the Rb. sphaeroides photosynthetic reaction center, J. Mol. Model., 12, 468-480, doi: 10.1007/s00894-005-0074-y.

40. Puthenveetil, R., Christenson, E. T., and Vinogradova, O. (2022) New horizons in structural biology of membrane proteins: experimental evaluation of the role of conformational dynamics and intrinsic flexibility, Membranes, 12, 227, doi: 10.3390/membranes12020227.

41. Roth, M., Arnoux, B., Ducruix, A., and Reiss-Husson, F. (1991) Structure of the detergent phase and protein-detergent interactions in crystals of the wild-type (strain y) Rhodobacter sphaeroides photochemical reaction center, Biochemistry, 30, 9403-9413, doi: 10.1021/bi00103a003.

42. Rharbi, Y., and Winnik, M. A. (2001) Solute exchange between surfactant micelles by micelle fragmentation and fusion, Adv. Colloid Interface Sci., 89-90, 25-46, doi: 10.1016/S0001-8686(00)00054-3.

43. Infelta, P.P., and Gratzel, M. (1979) Statistics of solubilizate distribution and its application to pyrene fluorescence in micellar systems. A concise kinetic model, J. Chem. Phys., 70, 179-186, doi: 10.1063/1.437218.

44. Gu, T., and Galera-Gómez, P. A. (1999) The effect of different alcohols and other polar organic additives on the cloud point of Triton X-100 in water, Colloids Surf A Physicochem. Eng. Aspects, 147, 365-370, doi: 10.1016/S0927-7757(98)00710-9.

45. Huber, H., Meyer, M., Nägele, T., Hartl, I., Scheer, H., et al. (1995) Primary photosynthesis in reaction centers containing four different types of electron acceptors at site HA, Chem. Phys., 197, 297-305, doi: 10.1016/0301-0104(95)00132-8.