БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 8, с. 1145–1159

УДК 577.112.4

Малые белки теплового шока и актиновые филаменты

Обзор

© 2022 Л.К. Муранова, В.М. Шатов, Н.Б. ГусевNBGusev@mail.ru

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119991 Москва, Россия

Поступила в редакцию 14.03.2022
После доработки 28.04.2022
Принята к публикации 28.04.2022

DOI: 10.31857/S0320972522080127

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: малые белки теплового шока, актин, белок-белковые взаимодействия, шапероноподобная активность, фосфорилирование.

Аннотация

Малые белки теплового шока (small heat shock proteins, sHsp) играют важную роль в поддержании стабильного состояния протеома, в частности цитоскелета и сократительного аппарата клеток. Различные стрессорные воздействия зачастую сопровождаются перемещением sHsp на актиновые филаменты, и поэтому в литературе бытует мнение, что малые белки теплового шока являются актин-связывающими белками. Исследования последних лет показали неполноту и неточность этого предположения. Вызванное стрессом перемещение sHsp на актиновый филамент, скорее всего, не является следствием прямого взаимодействия этих белков с интактным актином, а обусловлено шапероноподобной активностью и взаимодействием sHsp с различными актин-связывающими белками. HspB1 и HspB5 взаимодействуют с гигантскими эластичными белками титином и филамином и тем самым обеспечивают целостность сократительного аппарата и его правильную локализацию в клетке. HspB6 взаимодействует с универсальным адаптерными белком 14‑3‑3 и таким образом лишь опосредованно может влиять на структуру актиновых филаментов. HspB7 взаимодействует с филамином С и контролирует сборку актиновых филаментов. HspB8 образует прочный комплекс с универсальным адаптерным белком Bag3 и участвует в процессе шаперон-зависимой избирательной аутофагии (CASA) различных актин-связывающих белков (в частности, филаминов), а также в зависимых от актина процессах, происходящих при митозе. Таким образом, механизмы участия sHsp в поддержании нормального функционирования сократительного аппарата и цитоскелета намного сложнее и разнообразнее, чем это виделось ранее. Представленный анализ данных литературы указывает на необходимость пересмотра старых гипотез о прямом взаимодействии малых белков теплового шока с интактным актином и требует более подробного исследования влияния sHsp на многочисленные белки, участвующие в формировании и ремоделировании актинового филамента.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Вклад авторов

Л.К.М. – подбор данных литературы; В.М.Ш. – подбор данных литературы, подготовка рисунков; Н.Б.Г. – обсуждение собранных данных и подготовка текста обзора.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ № 20-74-00013 (Л.К.М.), а также при поддержке Междисциплинарной научно-образовательной школы Московского университета «Молекулярные технологии живых систем и синтетическая биология» (Н.Б.Г.).

Благодарности

В 2022 году могло бы исполниться 80 лет Андрею Дмитриевичу Виноградову, который был одним из лидеров отечественной биоэнергетики, блестящим лектором и ярким критически мыслящим ученым. А.Д. Виноградов на протяжении десяти лет возглавлял кафедру биохимии и способствовал развитию исследований в области биохимии мышц и анализу процессов протеостаза. Авторы посвящают эту работу светлой памяти этого замечательного ученого.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания выполненных авторами исследований с участием людей и использованием животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Janowska, M. K., Baughman, H. E. R., Woods, C. N., and Klevit, R. E. (2019) Mechanisms of small heat shock proteins, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 11, a034025, doi: 10.1101/cshperspect.a034025.

2. Riedl, M., Strauch, A., Catici, D. A. M., and Haslbeck, M. (2020) Proteinaceous transformers: Structural and functional variability of human sHsps, Int. J. Mol. Sci., 21, 5448, doi: 10.3390/ijms21155448.

3. Kriehuber, T., Rattei, T., Weinmaier, T., Bepperling, A., Haslbeck, M., et al. (2010) Independent evolution of the core domain and its flanking sequences in small heat shock proteins, FASEB J., 24, 3633-3642, doi: 10.1096/fj.10-156992.

4. Bourrelle-Langlois, M., Morrow, G., Finet, S., and Tanguay, R. M. (2016) In vitro structural and functional characterization of the small heat shock Proteins (sHSP) of the cyanophage S-ShM2 and its host, Synechococcus sp. WH7803, PLoS One, 11, e0162233, doi: 10.1371/journal.pone.0162233.

5. Vos, M. J., Kanon, B., and Kampinga, H. H. (2009) HSPB7 is a SC35 speckle resident small heat shock protein, Biochim. Biophys. Acta, 1793, 1343-1353, doi: 10.1016/j.bbamcr.2009.05.005.

6. Kappé, G., Franck, E., Verschuure, P., Boelens, W. C., Leunissen, J. A., et al. (2003) The human genome encodes 10 alpha-crystallin-related small heat shock proteins: HspB1-10, Cell Stress Chaperones, 8, 53-61, doi: 10.1379/1466-1268(2003)8<53:thgecs>2.0.co;2.

7. Fontaine, J. M., Rest, J. S., Welsh, M. J., and Benndorf, R. (2003) The sperm outer dense fiber protein is the 10th member of the superfamily of mammalian small stress proteins, Cell Stress Chaperones, 8, 62-69, doi: 10.1379/1466-1268(2003)8<62:tsodfp>2.0.co;2.

8. Cristofani, R., Piccolella, M., Crippa, V., Tedesco, B., Montagnani Marelli, M., et al. (2021) The role of HSPB8, a component of the chaperone-assisted selective autophagy machinery, in cancer, Cells, 10, 335, doi: 10.3390/cells10020335.

9. Arrigo, A. P. (2013) Human small heat shock proteins: Protein interactomes of homo- and hetero-oligomeric complexes: an update, FEBS Lett., 587, 1959-1969, doi: 10.1016/j.febslet.2013.05.011.

10. Xiong, J., Li, Y., Tan, X., and Fu, L. (2020) Small heat shock proteins in cancers: Functions and therapeutic potential for cancer therapy, Int. J. Mol. Sci., 21, 6611, doi: 10.3390/ijms21186611.

11. Wettstein, G., Bellaye, P. S., Micheau, O., and Bonniaud, P. (2012) Small heat shock proteins and the cytoskeleton: An essential interplay for cell integrity? Int. J. Biochem. Cell Biol., 44, 1680-1686, doi: 10.1016/j.biocel.2012.05.024.

12. Mounier, N., and Arrigo, A. P. (2002) Actin cytoskeleton and small heat shock proteins: How do they interact? Cell Stress Chaperones, 7, 167-176, doi: 10.1379/1466-1268(2002)007<0167:acashs>2.0.co;2.

13. Miron, T., Wilchek, M., and Geiger, B. (1988) Characterization of an inhibitor of actin polymerization in vinculin-rich fraction of turkey gizzard smooth muscle, Eur. J. Biochem., 178, 543-553, doi: 10.1111/j.1432-1033.1988.tb14481.x.

14. Miron, T., Vancompernolle, K., Vandekerckhove, J., Wilchek, M., and Geiger, B. (1991) A 25-kDa inhibitor of actin polymerization is a low molecular mass heat shock protein, J. Cell Biol., 114, 255-261, doi: 10.1083/jcb.114.2.255.

15. Benndorf, R., Hayess, K., Ryazantsev, S., Wieske, M., Behlke, J., et al. (1994) Phosphorylation and supramolecular organization of murine small heat shock protein HSP25 abolish its actin polymerization-inhibiting activity, J. Biol. Chem., 269, 20780-20784.

16. Jovcevski, B., Kelly, M. A., Rote, A. P., Berg, T., Gastall, H. Y., et al. (2015) Phosphomimics destabilize Hsp27 oligomeric assemblies and enhance chaperone activity, Chem. Biol., 22, 186-195, doi: 10.1016/j.chembiol.2015.01.001.

17. Wieske, M., Benndorf, R., Behlke, J., Dolling, R., Grelle, G., et al. (2001) Defined sequence segments of the small heat shock proteins HSP25 and alphaB-crystallin inhibit actin polymerization, Eur. J. Biochem., 268, 2083-2090, doi: 10.1046/j.1432-1327.2001.02082.x.

18. Panasenko, O. O., Kim, M. V., Marston, S. B., and Gusev, N. B. (2003) Interaction of the small heat shock protein with molecular mass 25 kDa (hsp25) with actin, Eur. J. Biochem., 270, 892-901, doi: 10.1046/j.1432-1033.2003.03449.x.

19. Pivovarova, A. V., Mikhailova, V. V., Chernik, I. S., Chebotareva, N. A., Levitsky, D. I., et al. (2005) Effects of small heat shock proteins on the thermal denaturation and aggregation of F-actin, Biochem. Biophys. Res. Commun., 331, 1548-1553, doi: 10.1016/j.bbrc.2005.04.077.

20. Pivovarova, A. V., Chebotareva, N. A., Chernik, I. S., Gusev, N. B., and Levitsky, D. I. (2007) Small heat shock protein Hsp27 prevents heat-induced aggregation of F-actin by forming soluble complexes with denatured actin, FEBS J., 274, 5937-5948, doi: 10.1111/j.1742-4658.2007.06117.x.

21. Golenhofen, N., Perng, M. D., Quinlan, R. A., and Drenckhahn, D. (2004) Comparison of the small heat shock proteins alphaB-crystallin, MKBP, HSP25, HSP20, and cvHSP in heart and skeletal muscle, Histochem. Cell Biol., 122, 415-425, doi: 10.1007/s00418-004-0711-z.

22. Lavoie, J. N., Hickey, E., Weber, L. A., and Landry, J. (1993) Modulation of actin microfilament dynamics and fluid phase pinocytosis by phosphorylation of heat shock protein 27, J. Biol. Chem., 268, 24210-24214.

23. Lavoie, J. N., Lambert, H., Hickey, E., Weber, L. A., and Landry, J. (1995) Modulation of cellular thermoresistance and actin filament stability accompanies phosphorylation-induced changes in the oligomeric structure of heat shock protein 27, Mol. Cell. Biol., 15, 505-516, doi: 10.1128/MCB.15.1.505.

24. Hu, X., Van Marion, D. M. S., Wiersma, M., Zhang, D., and Brundel, B. (2017) The protective role of small heat shock proteins in cardiac diseases: Key role in atrial fibrillation, Cell Stress Chaperones, 22, 665-674, doi: 10.1007/s12192-017-0799-4.

25. Kotter, S., Unger, A., Hamdani, N., Lang, P., Vorgerd, M., et al. (2014) Human myocytes are protected from titin aggregation-induced stiffening by small heat shock proteins, J. Cell Biol., 204, 187-202, doi: 10.1083/jcb.201306077.

26. Tucker, N. R., and Shelden, E. A. (2009) Hsp27 associates with the titin filament system in heat-shocked zebrafish cardiomyocytes, Exp. Cell Res., 315, 3176-3186, doi: 10.1016/j.yexcr.2009.06.030.

27. Lu, X. Y., Chen, L., Cai, X. L., and Yang, H. T. (2008) Overexpression of heat shock protein 27 protects against ischaemia/reperfusion-induced cardiac dysfunction via stabilization of troponin I and T, Cardiovasc. Res., 79, 500-508, doi: 10.1093/cvr/cvn091.

28. Martinez-Laorden, E., Almela, P., Milanes, M. V., and Laorden, M. L. (2015) Expression of heat shock protein 27 and troponin T and troponin I after naloxone-precipitated morphine withdrawal, Eur. J. Pharmacol., 766, 142-150, doi: 10.1016/j.ejphar.2015.10.006.

29. Collier, M. P., Alderson, T. R., de Villiers, C. P., Nicholls, D., Gastall, H. Y., et al. (2019) HspB1 phosphorylation regulates its intramolecular dynamics and mechanosensitive molecular chaperone interaction with filamin C, Sci. Adv., 5, eaav8421, doi: 10.1126/sciadv.aav8421.

30. Clark, A. R., Vree Egberts, W., Kondrat, F. D. L., Hilton, G. R., Ray, N. J., et al. (2018) Terminal regions confer plasticity to the tetrameric assembly of human HspB2 and HspB3, J. Mol. Biol., 430, 3297-3310, doi: 10.1016/j.jmb.2018.06.047.

31. Prabhu, S., Raman, B., Ramakrishna, T., and Rao, Ch. M. (2012) HspB2/myotonic dystrophy protein kinase binding protein (MKBP) as a novel molecular chaperone: Structural and functional aspects, PLoS One, 7, e29810, doi: 10.1371/journal.pone. 0029810.

32. Morelli, F. F., Verbeek, D. S., Bertacchini, J., Vinet, J., Mediani, L., et al. (2017) Aberrant compartment formation by HSPB2 mislocalizes lamin A and compromises nuclear integrity and function, Cell Rep., 20, 2100-2115, doi: 10.1016/j.celrep.2017.08.018.

33. Tiago, T., Hummel, B., Morelli, F. F., Basile, V., Vinet, J., et al. (2021) Small heat-shock protein HSPB3 promotes myogenesis by regulating the lamin B receptor, Cell Death Dis., 12, 452, doi: 10.1038/s41419-021-03737-1.

34. Shama, K. M., Suzuki, A., Harada, K., Fujitani, N., Kimura, H., et al. (1999) Transient up-regulation of myotonic dystrophy protein kinase-binding protein, MKBP, and HSP27 in the neonatal myocardium, Cell Struct. Funct., 24, 1-4, doi: 10.1247/csf.24.1.

35. Morrison, L. E., Whittaker, R. J., Klepper, R. E., Wawrousek, E. F., and Glembotski, C. C. (2004) Roles for alphaB-crystallin and HSPB2 in protecting the myocardium from ischemia-reperfusion-induced damage in a KO mouse model, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 286, H847-H855, doi: 10.1152/ajpheart.00715.2003.

36. Pinz, I., Robbins, J., Rajasekaran, N. S., Benjamin, I. J., and Ingwall, J. S. (2008) Unmasking different mechanical and energetic roles for the small heat shock proteins CryAB and HSPB2 using genetically modified mouse hearts, FASEB J., 22, 84-92, doi: 10.1096/fj.07-8130com.

37. Yoshida, K., Aki, T., Harada, K., Shama, K. M., Kamoda, Y., et al. (1999) Translocation of HSP27 and MKBP in ischemic heart, Cell Struct. Funct., 24, 181-185, doi: 10.1247/csf.24.181.

38. Golenhofen, N., Redel, A., Wawrousek, E. F., and Drenckhahn, D. (2006) Ischemia-induced increase of stiffness of alphaB-crystallin/HSPB2-deficient myocardium, Pflugers Arch., 451, 518-525, doi: 10.1007/s00424-005-1488-1.

39. Verschuure, P., Croes, Y., van den Ijssel, P. R., Quinlan, R. A., de Jong, W. W., et al. (2002) Translocation of small heat shock proteins to the actin cytoskeleton upon proteasomal inhibition, J. Mol. Cell. Cardiol., 34, 117-128, doi: 10.1006/jmcc.2001.1493.

40. Wang, K., and Spector, A. (1996) alpha-Crystallin stabilizes actin filaments and prevents cytochalasin-induced depolymerization in a phosphorylation-dependent manner, Eur. J. Biochem., 242, 56-66, doi: 10.1111/j.1432-1033.1996.0056r.x.

41. Singh, B. N., Rao, K. S., Ramakrishna, T., Rangaraj, N., and Rao, Ch. M. (2007) Association of alphaB-crystallin, a small heat shock protein, with actin: role in modulating actin filament dynamics in vivo, J. Mol. Biol., 366, 756-767, doi: 10.1016/j.jmb.2006.12.012.

42. Golenhofen, N., Htun, P., Ness, W., Koob, R., Schaper, W., et al. (1999) Binding of the stress protein alpha B-crystallin to cardiac myofibrils correlates with the degree of myocardial damage during ischemia/reperfusion in vivo, J. Mol. Cell. Cardiol., 31, 569-580, doi: 10.1006/jmcc.1998.0892.

43. Golenhofen, N., Arbeiter, A., Koob, R., and Drenckhahn, D. (2002) Ischemia-induced association of the stress protein alpha B-crystallin with I-band portion of cardiac titin, J. Mol. Cell. Cardiol., 34, 309-319, doi: 10.1006/jmcc.2001.1513.

44. Bullard, B., Ferguson, C., Minajeva, A., Leake, M. C., Gautel, M., et al. (2004) Association of the chaperone alphaB-crystallin with titin in heart muscle, J. Biol. Chem., 279, 7917-7924, doi: 10.1074/jbc.M307473200.

45. Kaiser, C. J. O., Peters, C., Schmid, P. W. N., Stavropoulou, M., Zou, J., et al. (2019) The structure and oxidation of the eye lens chaperone alphaA-crystallin, Nat. Struct. Mol. Biol., 26, 1141-1150, doi: 10.1038/s41594-019-0332-9.

46. Bukach, O. V., Seit-Nebi, A. S., Marston, S. B., and Gusev, N. B. (2004) Some properties of human small heat shock protein Hsp20 (HspB6), Eur. J. Biochem., 271, 291-302, doi: 10.1046/j.1432-1033.2003.03928.x.

47. Weeks, S. D., Baranova, E. V., Heirbaut, M., Beelen, S., Shkumatov, A. V., et al. (2014) Molecular structure and dynamics of the dimeric human small heat shock protein HSPB6, J. Struct. Biol., 185, 342-354, doi: 10.1016/j.jsb.2013.12.009.

48. Bukach, O. V., Glukhova, A. E., Seit-Nebi, A. S., and Gusev, N. B. (2009) Heterooligomeric complexes formed by human small heat shock proteins HspB1 (Hsp27) and HspB6 (Hsp20), Biochim. Biophys. Acta, 1794, 486-495, doi: 10.1016/j.bbapap.2008.11.010.

49. Shatov, V. M., Strelkov, S. V., and Gusev, N. B. (2020) The Heterooligomerization of human small heat shock proteins is controlled by conserved motif located in the N-terminal domain, Int. J. Mol. Sci., 21, 4248, doi: 10.3390/ijms21124248.

50. Pipkin, W., Johnson, J. A., Creazzo, T. L., Burch, J., Komalavilas, P., et al. (2003) Localization, macromolecular associations, and function of the small heat shock-related protein HSP20 in rat heart, Circulation, 107, 469-476, doi: 10.1161/01.cir.0000044386.27444.5a.

51. Tyson, E. K., Macintyre, D. A., Smith, R., Chan, E. C., and Read, M. (2008) Evidence that a protein kinase A substrate, small heat-shock protein 20, modulates myometrial relaxation in human pregnancy, Endocrinology, 149, 6157-6165, doi: 10.1210/en.2008-0593.

52. Vafiadaki, E., Arvanitis, D. A., Sanoudou, D., and Kranias, E. G. (2013) Identification of a protein phosphatase-1/phospholamban complex that is regulated by cAMP-dependent phosphorylation, PLoS One, 8, e80867, doi: 10.1371/journal.pone.0080867.

53. Rembold, C. M., Foster, D. B., Strauss, J. D., Wingard, C. J., and Eyk, J. E. (2000) cGMP-mediated phosphorylation of heat shock protein 20 may cause smooth muscle relaxation without myosin light chain dephosphorylation in swine carotid artery, J. Physiol., 524 Pt 3, 865-878, doi: 10.1111/j.1469-7793.2000.00865.x.

54. Brophy, C. M., Lamb, S., and Graham, A. (1999) The small heat shock-related protein-20 is an actin-associated protein, J. Vasc. Surg., 29, 326-333, doi: 10.1016/s0741-5214(99)70385-x.

55. Tessier, D. J., Komalavilas, P., Panitch, A., Joshi, L., and Brophy, C. M. (2003) The small heat shock protein (HSP) 20 is dynamically associated with the actin cross-linking protein actinin, J. Surg. Res., 111, 152-157, doi: 10.1016/s0022-4804(03)00113-6.

56. Meeks, M. K., Ripley, M. L., Jin, Z., and Rembold, C. M. (2005) Heat shock protein 20-mediated force suppression in forskolin-relaxed swine carotid artery, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 288, C633-C639, doi: 10.1152/ajpcell.00269.2004.

57. Rembold, C. M. (2007) Force suppression and the crossbridge cycle in swine carotid artery, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 293, C1003-1009, doi: 10.1152/ajpcell.00091.2007.

58. Ba, M., Singer, C. A., Tyagi, M., Brophy, C., Baker, J. E., et al. (2009) HSP20 phosphorylation and airway smooth muscle relaxation, Cell Health Cytoskelet., 2009, 27-42, doi: 10.2147/chc.s5783.

59. Bukach, O. V., Marston, S. B., and Gusev, N. B. (2005) Small heat shock protein with apparent molecular mass 20 kDa (Hsp20, HspB6) is not a genuine actin-binding protein, J. Muscle Res. Cell Motil., 26, 175-181, doi: 10.1007/s10974-005-9008-7.

60. Woodrum, D., Pipkin, W., Tessier, D., Komalavilas, P., and Brophy, C. M. (2003) Phosphorylation of the heat shock-related protein, HSP20, mediates cyclic nucleotide-dependent relaxation, J. Vasc. Surg., 37, 874-881, doi: 10.1067/mva.2003.153.

61. Dreiza, C. M., Komalavilas, P., Furnish, E. J., Flynn, C. R., Sheller, M. R., et al. (2010) The small heat shock protein, HSPB6, in muscle function and disease, Cell Stress Chaperones, 15, 1-11, doi: 10.1007/s12192-009-0127-8.

62. Dreiza, C. M., Brophy, C. M., Komalavilas, P., Furnish, E. J., Joshi, L., et al. (2005) Transducible heat shock protein 20 (HSP20) phosphopeptide alters cytoskeletal dynamics, FASEB J., 19, 261-263, doi: 10.1096/fj.04-2911fje.

63. Chernik, I. S., Seit-Nebi, A. S., Marston, S. B., and Gusev, N. B. (2007) Small heat shock protein Hsp20 (HspB6) as a partner of 14-3-3gamma, Mol. Cell. Biochem., 295, 9-17, doi: 10.1007/s11010-006-9266-8.

64. Sudnitsyna, M. V., Seit-Nebi, A. S., and Gusev, N. B. (2012) Cofilin weakly interacts with 14-3-3 and therefore can only indirectly participate in regulation of cell motility by small heat shock protein HspB6 (Hsp20), Arch. Biochem. Biophys., 521, 62-70, doi: 10.1016/j.abb.2012.03.010.

65. Vafiadaki, E., Arvanitis, D. A., Eliopoulos, A. G., Kranias, E. G., and Sanoudou, D. (2020) The cardioprotective PKA-mediated Hsp20 phosphorylation modulates protein associations regulating cytoskeletal dynamics, Int. J. Mol. Sci., 21, 9572, doi: 10.3390/ijms21249572.

66. Krief, S., Faivre, J. F., Robert, P., Le Douarin, B., Brument-Larignon, N., et al. (1999) Identification and characterization of cvHsp. A novel human small stress protein selectively expressed in cardiovascular and insulin-sensitive tissues, J. Biol. Chem., 274, 36592-36600, doi: 10.1074/jbc.274.51.36592.

67. Muranova, L. K., Shatov, V. M., Slushchev, A. V., and Gusev, N. B. (2021) Quaternary structure and hetero-oligomerization of recombinant human Small heat shock protein HspB7 (cvHsp), Int. J. Mol. Sci., 22, 7777, doi: 10.3390/ijms22157777.

68. Wu, T., Mu, Y., Bogomolovas, J., Fang, X., Veevers, J., et al. (2017) HSPB7 is indispensable for heart development by modulating actin filament assembly, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 114, 11956-11961, doi: 10.1073/pnas.1713763114.

69. Schuld, J., Orfanos, Z., Chevessier, F., Eggers, B., Heil, L., et al. (2020) Homozygous expression of the myofibrillar myopathy-associated p. W2710X filamin C variant reveals major pathomechanisms of sarcomeric lesion formation, Acta Neuropathol. Commun., 8, 154, doi: 10.1186/s40478-020-01001-9.

70. Juo, L. Y., Liao, W. C., Shih, Y. L., Yang, B. Y., Liu, A. B., et al. (2016) HSPB7 interacts with dimerized FLNC and its absence results in progressive myopathy in skeletal muscles, J. Cell Sci., 129, 1661-1670, doi: 10.1242/jcs.179887.

71. Doran, P., Martin, G., Dowling, P., Jockusch, H., and Ohlendieck, K. (2006) Proteome analysis of the dystrophin-deficient MDX diaphragm reveals a drastic increase in the heat shock protein cvHSP, Proteomics, 6, 4610-4621, doi: 10.1002/pmic.200600082.

72. Lewis, C., Carberry, S., and Ohlendieck, K. (2009) Proteomic profiling of x-linked muscular dystrophy, J. Muscle Res. Cell Motil., 30, 267-269, doi: 10.1007/s10974-009-9197-6.

73. Liao, W. C., Juo, L. Y., Shih, Y. L., Chen, Y. H., and Yan, Y. T. (2017) HSPB7 prevents cardiac conduction system defect through maintaining intercalated disc integrity, PLoS Genet., 13, e1006984, doi: 10.1371/journal.pgen.1006984.

74. Mercer, E. J., Lin, Y. F., Cohen-Gould, L., and Evans, T. (2018) Hspb7 is a cardioprotective chaperone facilitating sarcomeric proteostasis, Dev. Biol., 435, 41-55, doi: 10.1016/j.ydbio.2018.01.005.

75. Doran, P., Gannon, J., O’Connell, K., and Ohlendieck, K. (2007) Aging skeletal muscle shows a drastic increase in the small heat shock proteins alphaB-crystallin/HspB5 and cvHsp/HspB7, Eur. J. Cell Biol., 86, 629-640, doi: 10.1016/j.ejcb.2007.07.003.

76. Acunzo, J., Katsogiannou, M., and Rocchi, P. (2012) Small heat shock proteins HSP27 (HspB1), alphaB-crystallin (HspB5) and HSP22 (HspB8) as regulators of cell death, Int. J. Biochem. Cell Biol., 44, 1622-1631, doi: 10.1016/j.biocel.2012.04.002.

77. Shatov, V. M., Sluchanko, N. N., and Gusev, N. B. (2021) Replacement of Arg in the conserved N-terminal RLFDQxFG motif affects physico-chemical properties and chaperone-like activity of human small heat shock protein HspB8 (Hsp22), PLoS One, 16, e0253432, doi: 10.1371/journal.pone.0253432.

78. Ke, L., Meijering, R. A., Hoogstra-Berends, F., Mackovicova, K., Vos, M. J., et al. (2011) HSPB1, HSPB6, HSPB7 and HSPB8 protect against RhoA GTPase-induced remodeling in tachypaced atrial myocytes, PLoS One, 6, e20395, doi: 10.1371/journal.pone.0020395.

79. Carra, S., Seguin, S. J., Lambert, H., and Landry, J. (2008) HspB8 chaperone activity toward poly(Q)-containing proteins depends on its association with Bag3, a stimulator of macroautophagy, J. Biol. Chem., 283, 1437-1444, doi: 10.1074/jbc.M706304200.

80. Fuchs, M., Poirier, D. J., Seguin, S. J., Lambert, H., Carra, S., et al. (2009) Identification of the key structural motifs involved in HspB8/HspB6-Bag3 interaction, Biochem. J., 425, 245-255, doi: 10.1042/BJ20090907.

81. Shemetov, A. A. and Gusev, N. B. (2011) Biochemical characterization of small heat shock protein HspB8 (Hsp22)-Bag3 interaction, Arch. Biochem. Biophys., 513, 1-9, doi: 10.1016/j.abb.2011.06.014.

82. Morelli, F. F., Mediani, L., Heldens, L., Bertacchini, J., Bigi, I., et al. (2017) An interaction study in mammalian cells demonstrates weak binding of HSPB2 to BAG3, which is regulated by HSPB3 and abrogated by HSPB8, Cell Stress Chaperones, 22, 531-540, doi: 10.1007/s12192-017-0769-x.

83. Rauch, J. N., Tse, E., Freilich, R., Mok, S. A., Makley, L. N., et al. (2017) BAG3 is a modular, scaffolding protein that physically links heat shock protein 70 (Hsp70) to the small heat shock proteins, J. Mol. Biol., 429, 128-141, doi: 10.1016/j.jmb.2016.11.013.

84. Fontanella, B., Birolo, L., Infusini, G., Cirulli, C., Marzullo, L., et al. (2010) The co-chaperone BAG3 interacts with the cytosolic chaperonin CCT: New hints for actin folding, Int. J. Biochem. Cell Biol., 42, 641-650, doi: 10.1016/j.biocel.2009.12.008.

85. Ulbricht, A., Gehlert, S., Leciejewski, B., Schiffer, T., Bloch, W., et al. (2015) Induction and adaptation of chaperone-assisted selective autophagy CASA in response to resistance exercise in human skeletal muscle, Autophagy, 11, 538-546, doi: 10.1080/15548627.2015.1017186.

86. Ulbricht, A., Eppler, F. J., Tapia, V. E., van der Ven, P. F., Hampe, N., et al. (2013) Cellular mechanotransduction relies on tension-induced and chaperone-assisted autophagy, Curr. Biol., 23, 430-435, doi: 10.1016/j.cub.2013.01.064.

87. Arndt, V., Dick, N., Tawo, R., Dreiseidler, M., Wenzel, D., et al. (2010) Chaperone-assisted selective autophagy is essential for muscle maintenance, Curr. Biol., 20, 143-148, doi: 10.1016/j.cub.2009.11.022.

88. Klimek, C., Jahnke, R., Wordehoff, J., Kathage, B., Stadel, D., et al. (2019) The Hippo network kinase STK38 contributes to protein homeostasis by inhibiting BAG3-mediated autophagy, Biochim. Biophys.Acta, 1866, 1556-1566, doi: 10.1016/j.bbamcr.2019.07.007.

89. Fuchs, M., Luthold, C., Guilbert, S. M., Varlet, A. A., Lambert, H., et al. (2015) A role for the chaperone complex BAG3-HSPB8 in actin dynamics, spindle orientation and proper chromosome segregation during mitosis, PLoS Genet., 11, e1005582, doi: 10.1371/journal.pgen.1005582.

90. Varlet, A. A., Fuchs, M., Luthold, C., Lambert, H., Landry, J., et al. (2017) Fine-tuning of actin dynamics by the HSPB8-BAG3 chaperone complex facilitates cytokinesis and contributes to its impact on cell division, Cell Stress Chaperones, 22, 553-567, doi: 10.1007/s12192-017-0780-2.

91. Luthold, C., Varlet, A. A., Lambert, H., Bordeleau, F., and Lavoie, J. N. (2020) Chaperone-assisted mitotic actin remodeling by BAG3 and HSPB8 involves the deacetylase HDAC6 and its substrate cortactin, Int. J. Mol. Sci., 22, doi: 10.3390/ijms22010142.

92. Luthold, C., Lambert, H., Guilbert, S. M., Rodrigue, M. A., Fuchs, M., et al. (2021) CDK1-mediated phosphorylation of BAG3 promotes mitotic cell shape remodeling and the molecular assembly of mitotic p62 bodies, Cells, 10, doi: 10.3390/cells10102638.

93. Wu, W., Sun, X., Shi, X., Lai, L., Wang, C., et al. (2021) Hsp22 deficiency induces age-dependent cardiac dilation and dysfunction by impairing autophagy, metabolism, and oxidative response, Antioxidants, 10, 1550, doi: 10.3390/antiox10101550.