БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 5, с. 660–673

УДК 577.1

Увеличение внеклеточной концентрации натрия как фактор регуляции экспрессии генов в эндотелии

© 2022 Д.А. Федоров, С.В. Сидоренко, А.И. Юсипович, О.В. Букач, А.М. Горбунов, О.Д. Лопина, Е.А. Климанова *klimanova.ea@yandex.ru

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119234 Москва, Россия

Поступила в редакцию 17.02.2022
После доработки 26.04.2022
Принята к публикации 26.04.2022

DOI: 10.31857/S0320972522050062

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: натрий, калий, Na,K-ATPаза, эндотелий, регуляция транскрипции.

Аннотация

Гиперосмотическая стимуляция клеток эндотелия часто приводит к его дисфункции, сопровождающейся в том числе возникновением провоспалительного ответа. Механизмы этого явления до конца не ясны. Оно может возникать вследствие увеличения концентрации Na+ в плазме за счёт повышения осмолярности внеклеточной среды, увеличения внутриклеточного соотношения Na+i/K+i и/или изменения «жёсткости» клетки. В настоящей работе исследованы эффекты кратковременного повышения осмолярности внеклеточной среды на количество мРНК некоторых генов, важных для функционирования эндотелия (включая Na+i/K+i-чувствительные), и эквивалентную константу упругости мембран клеток эндотелия пупочной вены человека. Гиперосмотическая стимуляция этих клеток с помощью NaCl, но не маннитола приводила к накоплению ионов Na+ внутри клеток, несмотря на активацию Na,K-ATPазы, а также сопровождалась уменьшением их эквивалентной константы упругости. Количество мРНК IL1α снижалось при увеличении осмолярности внеклеточной среды, а количество мРНК ATF3, PAR2 и PTGS2 увеличивалось только в ответ на повышение концентрации NaCl. При этом в условиях наших экспериментов мы не детектировали изменения экспрессии осмопротекторного транскрипционного фактора NFAT5. Полученные данные свидетельствуют о том, что увеличение внеклеточной концентрации Na+ в физиологическом диапазоне является независимым фактором, который влияет на внутриклеточное соотношение Na+i/K+i и регулирует экспрессию некоторых генов (в частности, ATF3, PAR2, PTGS2) в клетках эндотелия.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 19-75-10009).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Wenzel, U. O., Bode, M., Kurts, C., and Ehmke, H. (2019) Salt, inflammation, IL-17 and hypertension, Br. J. Pharmacol., 176, 1853-1863, doi: 10.1111/bph.14359.

2. Aramburu, J., and López-Rodríguez, C. (2019) Regulation of inflammatory functions of macrophages and T lymphocytes by NFAT5, Front.Immunol., 10, 535, doi: 10.3389/fimmu.2019.00535.

3. Zimmer, M. A., Zink, A. K., Weißer, C. W., Vogt, U., Michelsen, A., et al. (2020) Hypernatremia – a manifestation of COVID-19: A case series, A A Pract., 14, e01295, doi: 10.1213/XAA.0000000000001295.

4. Hawkins, R. C. (2003) Age and gender as risk factors for hyponatremia and hypernatremia, Clin. Chim. Acta, 337, 169-172, doi: 10.1016/j.cccn.2003.08.001.

5. Staiger, R. D., Sarnthein, J., Wiesli, P., Schmid, C., and Bernays, R. L. (2013) Prognostic factors for impaired plasma sodium homeostasis after transsphenoidal surgery, Br. J. Neurosurg., 27, 63-68, doi: 10.3109/02688697.2012.714013.

6. Minegishi, S., Luft, F.C., Titze, J., and Kitada, K. (2020) Sodium handling and interaction in numerous organs, Am. J. Hypertens., 33, 687-694, doi: 10.1093/ajh/hpaa049.

7. Olde Engberink, R. H. G., Rorije, N. M. G., van den Born, B.-J. H., and Vogt, L. (2017) Quantification of nonosmotic sodium storage capacity following acute hypertonic saline infusion in healthy individuals, Kidney Int., 91, 738-745, doi: 10.1016/j.kint.2016.12.004.

8. Oberleithner, H., and Wilhelmi, M. (2015) Vascular glycocalyx sodium store – determinant of salt sensitivity? Blood Purif., 39, 7-10, doi: 10.1159/000368922.

9. Burg, M. B., Ferraris, J. D., and Dmitrieva, N. I. (2007) Cellular response to hyperosmotic stresses, Physiol. Rev., 87, 1441-1474, doi: 10.1152/physrev.00056.2006.

10. Choi, S. Y., Lee-Kwon, W., and Kwon, H. M. (2020) The evolving role of TonEBP as an immunometabolic stress protein, Nat. Rev. Nephrol., 16, 352-364, doi: 10.1038/s41581-020-0261-1.

11. Koltsova, S. V., Trushina, Y., Haloui, M., Akimova, O.A., Tremblay, J., et al. (2012) Ubiquitous [Na+]i/[K+]i-sensitive transcriptome in mammalian cells: Evidence for Ca2+i-independent excitation-transcription coupling, PLoS One, 7, e38032, doi: 10.1371/journal.pone.0038032.

12. Klimanova, E. A., Sidorenko, S. V., Smolyaninova, L. V., Kapilevich, L. V., Gusakova, S. V., et al. (2019) Current Topics in Membranes, Academic Press.

13. Lowry, O. H., Rosebrough, N. J., Farr, A. L., and Randall, R. J. (1951) Protein measurement with the Folin phenol reagent, J. Biol. Chem., 193, 265-275, doi: 10.1016/0304-3894(92)87011-4.

14. Vereninov, A., Rubashkin, A., Goryachaya, T., Moshkov, A., Rozanov, Y., et al. (2008) Pump and channel K+ (Rb+) fluxes in apoptosis of human lymphoid cell line U937, CPB, 22, 187-194, doi: 10.1159/000149796.

15. Ponomarchuk, O. O., Boudreault, F., Shiyan, A. A., Maksimov, G. V., Grygorczyk, R., et al. (2018) A method to simultaneously detect changes in intracellular Ca2+ concentration and cell volume, Biophysics, 63, 369-374, doi: 10.1134/S000635091803020X.

16. Yusipovich, A. I., Parshina, E. Yu., Baizhumanov, A. A., Pirutin, S. K., Ivanov, A. D., et al. (2021) Use of a laser interference microscope for estimating fluctuations and the equivalent elastic constant of cell membranes, Instr. Exp. Tech., 64, 877-885, doi: 10.1134/S0020441221060129.

17. Rappaz, B., Barbul, A., Hoffmann, A., Boss, D., Korenstein, R., et al. (2009) Spatial analysis of erythrocyte membrane fluctuations by digital holographic microscopy, Blood Cells Mol. Dis., 42, 228-232, doi: 10.1016/j.bcmd.2009.01.018.

18. Yusipovich, A. I., Parshina, E. Yu., Brysgalova, N. Yu., Brazhe, A. R., Brazhe, N. A., et al. (2009) Laser interference microscopy in erythrocyte study, J. Appl. Phys., 105, 102037, doi: 10.1063/1.3116609.

19. Popescu, G., Ikeda, T., Goda, K., Best-Popescu, C. A., Laposata, M., et al. (2006) Optical measurement of cell membrane tension, Phys. Rev. Lett., 97, 218101, doi: 10.1103/PhysRevLett.97.218101.

20. Chandra, S., Narang, R., Sreenivas, V., Bhatia, J., Saluja, D., et al. (2014) Association of angiotensin II type 1 receptor (A1166C) gene polymorphism and its increased expression in essential hypertension: A case-control study, PloS one, 9, e101502, doi: 10.1371/journal.pone.0101502.

21. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, doi: 10.1038/227680a0.

22. Lang, F. (2007) Mechanisms and significance of cell volume regulation, J. Am. College Nutr., 26, 613S-623S, doi: 10.1080/07315724.2007.10719667.

23. Brochard, F., and Lennon, J. F. (1975) Frequency spectrum of the flicker phenomenon in erythrocytes, J. Phys. France, 36, 1035-1047, doi: 10.1051/jphys:0197500360110103500.

24. Kononenko, V. L. (2009) Flicker in erythrocytes. II. Results of experimental studies, Biochem. Moscow Suppl. Ser. A, 3, 372-387, doi: 10.1134/S1990747809040035.

25. Turlier, H., and Betz, T. (2018) Fluctuations in active membranes, ArXiv: 1801.00176.

26. Fedorov, D. A., Sidorenko, S. V., Yusipovich, A. I., Parshina, E. Y., Tverskoi, A. M., et al. (2021) Na+i/K+i imbalance contributes to gene expression in endothelial cells exposed to elevated NaCl, Heliyon, 7, e08088, doi: 10.1016/j.heliyon.2021.e08088.

27. Lang, F. (2011) Stiff endothelial cell syndrome in vascular inflammation and mineralocorticoid excess, Hypertension, 57, 146-147, doi: 10.1161/HYPERTENSIONAHA.110.164558.

28. Shiyan, A. A., Sidorenko, S. V., Fedorov, D., Klimanova, E. A., Smolyaninova, L. V., et al. (2019) Elevation of intracellular Na+ contributes to expression of early response genes triggered by endothelial cell shrinkage | cell physiol biochem, Cell. Physiol. Biochem., 53, 638-647.

29. Neuhofer, W. (2010) Role of NFAT5 in inflammatory disorders associated with osmotic stress, Curr. Genomics, 11, 584-590, doi: 10.2174/138920210793360961.

30. Favale, N. O., Casali, C. I., Lepera, L. G., Pescio, L. G., and Fernández-Tome, M. C. (2009) Hypertonic induction of COX2 expression requires TonEBP/NFAT5 in renal epithelial cells, Biochem. Biophys. Res. Commun., 381, 301-305, doi: 10.1016/j.bbrc.2008.12.189.

31. Neubert, P., Weichselbaum, A., Reitinger, C., Schatz, V., Schröder, A., et al. (2019) HIF1A and NFAT5 coordinate Na+-boosted antibacterial defense via enhanced autophagy and autolysosomal targeting, Autophagy, 15, 1899-1916, doi: 10.1080/15548627.2019.1596483.

32. Halterman, J. A., Kwon, H. M., and Wamhoff, B. R. (2011) Tonicity-independent regulation of the osmosensitive transcription factor TonEBP (NFAT5), Am. J. Physiol. Cell Physiol., 302, C1-C8, doi: 10.1152/ajpcell.00327.2011.

33. Oberleithner, H., Callies, C., Kusche-Vihrog, K., Schillers, H., Shahin, V., et al. (2009) Potassium softens vascular endothelium and increases nitric oxide release, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106, 2829-2834, doi: 10.1073/pnas.0813069106.

34. Kim, G.-N., Hah, Y.-S., Seong, H., Yoo, W.-S., Choi, M.-Y., et al. (2021) The role of nuclear factor of activated T cells 5 in hyperosmotic stress-exposed human lens epithelial cells, Int. J. Mol. Sci., 22, 6296, doi: 10.3390/ijms22126296.

35. Chien, S. (2007) Mechanotransduction and endothelial cell homeostasis: the wisdom of the cell, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 292, H1209-H1224, doi: 10.1152/ajpheart.01047.2006.

36. Neuhofer, W. (2014) Focal adhesion kinase regulates the activity of the osmosensitive transcription factor TonEBP/NFAT5 under hypertonic conditions, Front. Physiol., 5, 123, doi: 10.3389/fphys.2014.00123.