БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 5, с. 627–641
УДК 539.26
Формирование наночастиц оксида железа во внутренней полости ферритин-подобного белка Dps. Исследование с помощью аномальной дисперсии рентгеновских лучей
1 Институт кристаллографии имени А.В. Шубникова, ФНИЦ «Кристаллография и фотоника» РАН, 119333 Москва, Россия
2 Институт физической химии и электрохимии имени А.Н. Фрумкина РАН, 119071 Москва, Россия
3 Институт биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 117997 Москва, Россия
4 Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова, 117997 Москва, Россия
5 Национальный исследовательский университет «Высшая школа экономики», 101000 Москва, Россия
Поступила в редакцию 12.04.2022
После доработки 26.04.2022
Принята к публикации 26.04.2022
DOI: 10.31857/S0320972522050049
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: ферритин-подобные белки, белок Dps, оксид железа, аномальное малоугловое рентгеновское рассеяние, распределение по размерам.
Статья на английском языке опубликована в режиме Open Access (открытого доступа) на сайте издательства Springer. DOI: 10.1134/S0006297922060037.
Аннотация
Особое место среди додекамерных мини-ферритинов занимает белок Dps, важнейшей функцией которого является защита генома бактерий от различных видов разрушительного внешнего воздействия путем in cellulo Dps–ДНК сокристаллизации. Следствием такой защитной реакции является возникновение бактериальной резистентности к антибиотикам и другим лекарственным средствам. Поэтому исследованию геном-защитных свойств Dps уделяется огромное внимание. Однако не менее важна другая сторона функциональных особенностей Dps. Будучи ферритин-подобным, этот белок выступает в качестве депо для резервного хранения железа и защищает бактериальные клетки от окислительного повреждения, инициируемого его избытком. Исследование этого явления также является весьма актуальным, и данная работа посвящена изучению процессов формирования наночастиц оксида железа во внутренней полости додекамера Dps. В качестве основного метода исследования был выбран метод аномального малоуглового рассеяния, который позволяет изучать структуру металлсодержащих биологических макромолекул и определять распределение по размерам образовавшихся в них металлических наночастиц. Вклады белковой и металлической составляющих в общее рассеяние разделяются путём вариации энергии падающего рентгеновского излучения вблизи края полосы поглощения атомами металла, в данном случае K‑полосы поглощения железа. Были исследованы образцы Dps, содержащие 50, 500 и 2000 атомов железа на додекамер белка. Анализ полученных распределений по размерам показал, что в зависимости от содержания железа в растворе внутри белковой молекулы формируются наночастицы с размерами 2–4 нм и рост металлических наночастиц ограничен размером центральной полости белка. Было также показано, что некоторое количество ионов железа содержится в поверхностном слое Dps. Этот слой очень важен для выполнения белком своих защитных функций, поскольку находящиеся здесь N‑концевые домены определяют характер взаимодействия Dps с ДНК. В целом, полученные в данной работе результаты могут быть полезными в качестве очередного шага в изучении феномена Dps, а также с практической точки зрения при создании биосовместимых и стабилизированных в растворе металлических наночастиц.
Текст статьи
Сноски
* Адресат для корреспонденции.
Финансирование
Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 18-74-10071).
Благодарности
Авторы благодарят А. Грузинова, сотрудника Европейской лаборатории молекулярной биологии (EMBL), за проведение экспериментов по аномальному малоугловому рассеянию и ценную дискуссию.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Соблюдение этических норм
Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.
Список литературы
1. Waldron, K. J., Rutherford, J. C., Ford, D., and Robinson, N. J. (2009) Metalloproteins and metal sensing, Nature, 460, 823-830.
2. Andreini, C., Bertini, I., Cavallaro, G., Holliday, G. L., and Thornton, J. M. (2008) Metal ions in biological catalysis: from enzyme databases to general principles, J. Biol. Inorg. Chem., 13, 1205-1218.
3. Beinert, H., Holm, R. H., and Munck, E. (1997) Iron-sulfur clusters: nature’s modular, multipurpose structures, Science, 277, 653-659.
4. Fenton, H. J. H. (1894) Oxidation of tartaric acid in presence of iron, J. Chem. Soc. Trans., 65, 899-910.
5. Briat, J.-F. (1992) Iron assimilation and storage in prokaryotes, J. Gen. Microbiol., 138, 2475-2483.
6. Andrews, S. C. (1998) Iron storage in bacteria, Adv. Microbial. Physiol., 40, 281-351.
7. Harrison, P. M., and Arosio, P. (1996) The ferritins: Molecular properties, iron storage function and cellular regulation, Biochim. Biophys. Acta, 1275, 161-203.
8. Theil, E. C. (1987) Ferritin, structure, gene regulation, and cellular function in animals, plants, and microorganisms, Annu. Rev. Biochem., 56, 289-315.
9. Levi, S., Salfeld, J., Franceschinelli, F., Cozzi, A., Dorner, M. H., et al. (1989) Expression and structural and functional properties of human ferritin L-chain from Escherichia coli, Biochemistry, 28, 5179-5184.
10. Hudson, A. J., Andrews, S. C., Hawkins, C., Williams, J. M., Izuhara, M., et al. (1993) Overproduction, purification and characterization of the Escherichia coli ferritin, Eur. J. Biochem., 218, 985-995.
11. Andrews, S. C., Smith, J. M. A., Guest, J. R., and Harrison, P. M. (1990) Genetic and structural characterization of the bacterioferritin of Escherichia coli, Biochem. Soc. Trans., 18, 658-659.
12. Cheesman, M. R., Le Brun, N. E., Kadir, F. H. A., Thomson, A. J., Moore, G. R., et al. (1993) Haem and non-haem iron sites in Escherichia coli bacterioferritin: Spectroscopic and model building studies, Biochem. J., 292, 47-56.
13. Chasteen, N. D. (1998) Ferritin. Uptake, storage, and release of iron, Met. Ions Biol. Syst., 35, 479-514.
14. Romao, C. V., Louro, R., Timkovich, R., Lёubben, M., Liu, M.-Y., et al. (2000) Iron-coproporphyrin III is a natural cofactor in bacterioferritin from the anaerobic bacterium Desulfovibrio desulfuricans, FEBS Lett., 480, 213-216.
15. Almiron, M., Link, A. J., Furlong, D., and Kolter, R. (1992) A novel DNA-binding protein with regulatory and protective roles in starved Escherichia coli, Genes Dev., 6, 2646-2654.
16. Nair, S., and Finkel, S. E. (2004) Dps protects cells against multiple stresses during stationary phase, J. Bacteriol., 186, 4192-4198.
17. Frenkiel-Krispin, D., and Minsky, A. (2006) Nucleoid organization and the maintenance of DNA integrity in E. coli, B. subtilis and D. radiodurans, J. Struct. Biol., 156, 311-319.
18. Frenkiel-Krispin, D., Ben-Avraham, I., Englander, J., Shimoni, E., Wolf, S. G., et al. (2004) Nucleoid restructuring in stationary-state bacteria, Mol. Microbiol., 51, 395-405.
19. Reich, Z., Wachtel, E. J., and Minsky, A. (1994) Liquid-crystalline mesophases of plasmid DNA in bacteria, Science, 264, 1460-1463.
20. Wolf, S. G., Frenkiel, D., Arad, T., Finkel, S. E., Kolter, R., et al. (1999) DNA protection by biocrystallization, Nature, 400, 83-85.
21. Stephani, K., Weichart, D., and Hengge, R. (2003) Dynamic control of Dps protein levels by ClpXP and ClpAP proteases in Escherichia coli, Mol. Microbiol., 49, 1605-1614.
22. Azam, T. A., and Ishihama, A. (1999) Twelve species of the nucleoid-associated protein from Escherichia coli, J. Biol. Chem., 274, 33105-33113.
23. Azam, T. A., Iwata, A., Nishimura, A., Ueda, S., and Ishihama, A. (1999) Growth phase-dependent variation in protein composition of the Escherichia coli nucleoid, J. Bacteriol., 181, 6361-6370.
24. Ceci, P., Cellai, S., Falvo, E., Rivetti, C., Rossi, G. L., et al. (2004) DNA condensation and self-aggregation of Escherichia coli Dps are coupled phenomena related to the properties of the N-terminus, Nucleic Acids Res., 32, 5935-5944.
25. Gupta, S., and Chatterji, D. (2003) Bimodal protection of DNA by Mycobacterium smegmatis DNA-binding protein from stationary phase cells, J. Biol. Chem., 278, 5235-5241.
26. Grant, R. A., Filman, D. J., Finkel, S. E., Kolter, R., and Hogle, J. M. (1998) The crystal structure of Dps, a ferritin homolog that binds and protects DNA, Nat. Struct. Biol., 5, 294-303.
27. Zhao, G., Ceci, P., Ilari, A., Giangiacomo, L., Laue, T. M., et al. (2002) Iron and hydrogen peroxide detoxification properties of DNA-binding protein from starved cells. A ferritin-like DNA-binding protein of Escherichia coli, J. Biol. Chem., 277, 27689-27696.
28. Ilari, A., Ceci, P., Ferrari, D., Rossi, G. L., and Chiancone, E. (2002) Iron incorporation into Escherichia coli Dps gives rise to a ferritin-like microcrystalline core, J. Biol. Chem., 277, 37619-37623.
29. Ilari, A., Stefanini, S., Chiancone, E., and Tsernoglou, D. (2000) The dodecameric ferritin from Listeria innocua contains a novel intersubunit iron-binding site, Nat. Struct. Biol., 7, 38-43.
30. Nguyen, K. H., and Grove, A. (2012) Metal binding at the Deinococcus radiodurans Dps-1N-terminal metal site controls dodecameric assembly and DNA binding, Biochemistry, 51, 6679-6689.
31. Smith, J. L. (2004) The physiological role of ferritin-like compounds in bacteria, Crit. Rev. Microbiol., 30, 173-185.
32. Feigin, L. A., and Svergun, D. I. (1987) Structure Analysis by Small-Angle x-Ray and Neutron Scattering, Plenum Press, New York.
33. Stuhrmann, H. B. (1980) Anomalous dispersion of small-angle scattering of horse-spleen ferritin at the Iron K absorption edge, Acta Crystallogr. A, 36, 996-1001.
34. Stuhrmann, H. B., and Notbohm, H. (1981) Configuration of the four iron atoms in dissolved human hemoglobin as studied by anomalous dispersion, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 78, 6216-6220.
35. Stuhrmann, H. B. (1985) Resonant scattering in macromolecular structure research, Adv. Polym. Sci., 67, 123-163.
36. Stuhrmann, H. B., Goerigk, G, and Munk, B. (1994) Anomalous X-ray Scattering, Elsevier, Amsterdam.
37. Dadinova, L. A., Chesnokov, Y. M., Kamyshinsky, R. A., Orlov, I. A., Petoukhov, M. V., et al. (2019) Protective Dps–DNA co-crystallization in stressed cells: An in vitro structural study by small-angle X-ray scattering and cryo-electron tomography, FEBS Lett., 593, 1360-1371.
38. Kamyshinsky, R., Chesnokov, Y., Dadinova, L., Mozhaev, A., Orlov, I., et al. (2020) Polymorphic protective Dps–DNA co-crystals by cryo electron tomography and small angle X-ray scattering, Biomolecules, 10, 39.
39. Grimsley, G. R., and Pace, C. N. (2004) Spectrophotometric determination of protein concentration, Curr. Protoc Protein Sci., 3, doi: 10.1002/0471140864.ps0301s33.
40. Blanchet, C. E., Spilotros, A., Schwemmer, F., Graewert, M. A., Kikhney, A., et al. (2015) Versatile sample environments and automation for biological solution X-ray scattering experiments at the P12 beamline (PETRA III, DESY), J. Appl. Crystallogr., 48, 431-443.
41. Konarev, P. V., Volkov, V. V., Sokolova, A. V., Koch, M. H. J., and Svergun, D. I. (2003) PRIMUS: A Windows PC-based system for small-angle scattering data analysis, J. Appl. Cryst., 36, 1277-1282.
42. Manalastas-Cantos, K., Konarev, P. V., Hajizadeh, N. R., Kikhney, A. G., Petoukhov, M. V., et al. (2021) ATSAS 3.0: Expanded functionality and new tools for small-angle scattering data analysis, J. Appl. Cryst., 54, 343-355.
43. Hajizadeh, N. R., Franke, D., Jeffries, C. M., and Svergun, D. I. (2018) Consensus Bayesian assessment of protein molecular mass from solution X-ray scattering data, Sci. Rep., 8, 7204.
44. Porod, G. (1982) Small Angle X-Ray Scattering, Academic Press, London.
45. Franke, D., Petoukhov, M. V., Konarev, P. V., Panjkovich, A., Tuukkanen, A., et al. (2017) ATSAS 2.8: A comprehensive data analysis suite for small-angle scattering from macromolecular solutions, J. Appl. Cryst., 50, 1212-1225.
46. Svergun, D. I. (1992) Determination of the regularization parameter in indirect-transform methods using perceptual criteria, J. Appl. Cryst., 25, 495-503.
47. Svergun, D. I. (1999) Restoring low resolution structure of biological macromolecules from solution scattering using simulated annealing, Biophys. J., 76, 2879-2886.
48. Svergun, D., Barberato, C., and Koch, M. H. J. (1995) CRYSOL – a program to evaluate X-ray solution scattering of biological macromolecules from atomic coordinates, J. Appl. Cryst., 28, 768-773.
49. Gruzinov, A. Y., Schroer, M. A., Manalastas-Cantos, K., Kikhney, A. G., Hajizadeh, N. R., et al. (2021) Anomalous SAXS at P12 beamline EMBL Hamburg: Instrumentation and applications, J. Synch. Rad., 28, 812-823.
50. Сошинская Е. Ю., Дадинова Л. А., Можаев А. А., Штыкова Э. В. (2020) Влияние состава буфера на конформационную подвижность N-концевых фрагментов Dps и характер взаимодействия с ДНК. Исследование методом малоуголового рентгеновского рассеяния, Кристаллография, 65, 886-895.
51. Dubrovin, E. V., Dadinova, L. A., Petoukhov, M. V., Soshinskaya, E. Yu., Mozhaev, A. A., et al. (2021) Spatial organization of Dps and DNA–Dps complexes, J. Mol. Biol., 433, 166930.
52. Minato, T., Teramoto, T., Kakuta, Y., Ogo, S., and Yoon, K. S. (2020) Biochemical and structural characterization of a thermostable Dps protein with His-type ferroxidase centers and outer metal-binding sites, FEBS Open Bio, 10, 1219-1229.
53. Harms, A., Maisonneuve, E., and Gerdes, K. (2016) Mechanisms of bacterial persistence during stress and antibiotic exposure, Science, 354, aaf4268.
54. Dadinova, L., Kamyshinsky, R., Chesnokov, Yu., Mozhaev, A., Matveev, V., et al. (2021) Structural rearrangement of Dps–DNA complex caused by divalent Mg and Fe cations, Int. J. Mol. Sci., 22, 6056.
55. Antipov, S., Turishchev, S., Purtov, Yu., Shvyreva, U., Sinelnikov, A., et al. (2017) The oligomeric form of the Escherichia coli Dps protein depends on the availability of iron ions, Molecules, 22, 1904.
56. Zeth, K., Sancho-Vaello, E., and Okuda, M. (2019) Metal positions and translocation pathways of the dodecameric ferritin-like protein Dps, Inorg. Chem., 58, 11351-11363.