БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 2, с. 205–215

Регулярные статьи

УДК 577.21

Потенциальное влияние посттранскрипционных замен тирозиновых остатков на цистеиновые на трансформацию амилоидогенных белков

Мини-обзор

© 2022 В.И. Муронец 1,2*vimuronets@belozersky.msu.ru, Д.В. Поздышев 1, М.В. Медведева 2, И.А. Севостьянова 1

1 НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия

2 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики, 119991 Москва, Россия

Поступила в редакцию 25.11.2021
После доработки 12.01.2022
Принята к публикации 12.01.2022

DOI: 10.31857/S0320972522020051

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: амилоидогенные белки, ошибки трансляции, замены Tyr‑Cys, синуклеин, продукция белков в бактериях, амилоидогенез.

Аннотация

В обзоре рассмотрены причины и следствия посттранскрипционных замен тирозиновых остатков на цистеиновые. Основное внимание уделено заменам Tyr‑Cys, которые возникают при экспрессии генов в бактериальных системах на стадии трансляции белков в результате неправильного узнавания сходных кодонов мРНК. Отмечено, что если в целом ошибки трансляции возникают относительно редко, от 10-3 до 10-4 ошибок на кодон для E. coli, то в некоторых случаях частота ошибок существенно возрастает. Например, это характерно для определенных пар кодонов при изменении условий культивирования или в присутствии антибиотиков. Так, при суперпродукции рекомбинантного альфа-синуклеина человека в клетках E. coli содержание мутантой формы с заменой 136‑го тирозинового остатка (кодон UAC) на цистеиновый (кодон UGC) может достигать 50%. Рассмотрены возможные причины повышенной продукции альфа-синуклеина с заменами Tyr136Cys, а также последствия присутствия мутантных форм в препаратах амилоидогенных белков при изучении их атологической трансформации in vitro. Отдельный раздел посвящен заменам Tyr‑Cys, ассоциированным с редактированием мРНК аденозиндезаминазами, характерным для эукариотических организмов, и возможной роли этого процесса в амилоидной трансформации белков, связанных с нейродегенеративными заболеваниями.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект № 19-04-00421).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящий обзор не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Nishikura, K. (2010) Functions and regulation of RNA editing by ADAR deaminases, Annu. Rev. Biochem., 79, 321-349, doi: 10.1146/annurev-biochem-060208-105251.

2. Chen, C. X., Cho, D. S., Wang, Q., Lai, F., Carter, K. C., et al. (2000) A third member of the RNA-specific adenosine deaminase gene family, ADAR3, contains both single- and double-stranded RNA binding domains, RNA, 6, 755-767, doi: 10.1017/s1355838200000170.

3. Sinigaglia, K., Wiatrek, D., Khan, A., Michalik, D., Sambrani, N., et al. (2019) ADAR RNA editing in innate immune response phasing, in circadian clocks and in sleep, Biochim. Biophys. Acta, 1862, 356-369, doi: 10.1016/j.bbagrm.2018.10.011.

4. Roth, S. H., Danan-Gotthold, M., Ben-Izhak, M., Rechavi, G., Cohen, C. J., et al. (2018) Increased RNA editing may provide a source for autoantigens in systemic lupus erythematosus, Cell Rep., 23, 50-57, doi: 10.1016/j.celrep.2018.03.036.

5. Silvestris, D. A., Picardi, E., Cesarini, V., Fosso, B., Mangraviti, N., et al. (2019) Dynamic inosinome profiles reveal novel patient stratification and gender-specific differences in glioblastoma, Genome Biol., 20, 33, doi: 10.1186/s13059-019-1647-x.

6. Costa Cruz, P. H., and Kawahara, Y. (2021) RNA Editing in Neurological and Neurodegenerative Disorders, in RNA Editing (Picardi, E., and Pesole, G., eds.) Springer US, New York, NY, pp. 309-330, doi: 10.1007/978-1-0716-0787-9_18.

7. Parker, J. (1989) Errors and alternatives in reading the universal genetic code, Microbiol. Rev., 53, 273-298, doi: 10.1128/mr.53.3.273-298.

8. Loftfield, R. B., and Vanderjagt, D. (1972) The frequency of errors in protein biosynthesis, Biochem. J., 128, 1353-1356, doi: 10.1042/bj1281353.

9. Khazaie, K., Buchanan, J. H., and Rosenberger, R. F. (1984) The accuracy of Qbeta RNA translation. 1. Errors during the synthesis of Qbeta proteins by intact Escherichia coli cells, Eur. J. Biochem., 144, 485-489, doi: 10.1111/j.1432-1033.1984.tb08491.x.

10. Kramer, E. B., and Farabaugh, P. J. (2007) The frequency of translational misreading errors in E. coli is largely determined by tRNA competition, RNA, 13, 87-96, doi: 10.1261/rna.294907.

11. Wohlgemuth, I., Garofalo, R., Samatova, E., Günenç, A. N., Lenz, C., et al. (2021) Translation error clusters induced by aminoglycoside antibiotics, Nat. Commun., 12, 1830, doi: 10.1038/s41467-021-21942-6.

12. Zhang, J., Pavlov, M. Y., and Ehrenberg, M. (2018) Accuracy of genetic code translation and its orthogonal corruption by aminoglycosides and Mg2+ ions, Nucleic Acids Res., 46, 1362-1374, doi: 10.1093/nar/gkx1256.

13. Garofalo, R., Wohlgemuth, I., Pearson, M., Lenz, C., Urlaub, H., et al. (2019) Broad range of missense error frequencies in cellular proteins, Nucleic Acids Res., 47, 2932-2945, doi: 10.1093/nar/gky1319.

14. McNulty, D. E., Claffee, B. A., Huddleston, M. J., Porter, M. L., Cavnar, K. M., et al. (2003) Mistranslational errors associated with the rare arginine codon CGG in Escherichia coli, Protein Express. Purif., 27, 365-374, doi: 10.1016/s1046-5928(02)00610-1.

15. Calderone, T. L., Stevens, R. D., and Oas, T. G. (1996) High-level misincorporation of lysine for arginine at AGA codons in a fusion protein expressed in Escherichia coli, J. Mol. Biol., 262, 407-412, doi: 10.1006/jmbi.1996.0524.

16. Huang, Y., O’Mara, B., Conover, M., Ludwig, R., Fu, J., et al. (2012) Glycine to glutamic acid misincorporation observed in a recombinant protein expressed by Escherichia coli cells, Protein Sci., 21, 625-632, doi: 10.1002/pro.2046.

17. Liu, Y., Sharp, J. S., Do, D. H.-T., Kahn, R. A., Schwalbe, H., et al. (2017) Mistakes in translation: Reflections on mechanism, PLoS One, 12, e0180566, doi: 10.1371/journal.pone.0180566.

18. Zimmerman, S. M., Kon, Y., Hauke, A. C., Ruiz, B. Y., Fields, S., et al. (2018) Conditional accumulation of toxic tRNAs to cause amino acid misincorporation, Nucleic Acids Res., 46, 7831-7843, doi: 10.1093/nar/gky623.

19. Kramer, E. B., Vallabhaneni, H., Mayer, L. M., and Farabaugh, P. J. (2010) A comprehensive analysis of translational missense errors in the yeast Saccharomyces cerevisiae, RNA, 16, 1797-1808, doi: 10.1261/rna.2201210.

20. Rice, J. B., Seyer, J. J., and Reeve, J. N. (1986) Identification of sites of cysteine misincorporation during in vivo synthesis of bacteriophage T7 0.3 protein, Biochim. Biophys. Acta, 867, 57-66, doi: 10.1016/0167-4781(86)90029-1.

21. Masuda, M., Dohmae, N., Nonaka, T., Oikawa, T., Hisanaga, S., et al. (2006) Cysteine misincorporation in bacterially expressed human α-synuclein, FEBS Lett., 580, 1775-1779, doi: 10.1016/j.febslet.2006.02.032.

22. Barinova, K. V., Kuravsky, M. L., Arutyunyan, A. M., Serebryakova, M. V., Schmalhausen, E. V., et al. (2017) Dimerization of Tyr136Cys alpha-synuclein prevents amyloid transformation of wild type alpha-synuclein, Int. J. Biological Macromol., 96, 35-43, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.12.011.

23. Kim, U., Wang, Y., Sanford, T., Zeng, Y., and Nishikura, K. (1994) Molecular cloning of cDNA for double-stranded RNA adenosine deaminase, a candidate enzyme for nuclear RNA editing, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 11457-11461, doi: 10.1073/pnas.91.24.11457.

24. Kim, U., and Nishikura, K. (1993) Double-stranded RNA adenosine deaminase as a potential mammalian RNA editing factor, Semin. Cell Biol., 4, 285-293, doi: 10.1006/scel.1993.1034.

25. Maas, S., Melcher, T., and Seeburg, P. H. (1997) Mammalian RNA-dependent deaminases and edited mRNAs, Curr. Opin. Cell Biol., 9, 343-349, doi: 10.1016/S0955-0674(97)80006-3.

26. Yuting, K., Ding, D., and Iizasa, H. (2021) Adenosine-to-Inosine RNA Editing Enzyme ADAR and microRNAs, Methods Mol. Biol., 2181, 83-95, doi: 10.1007/978-1-0716-0787-9_6.

27. Mallela, A., and Nishikura, K. (2012) A-to-I editing of protein coding and noncoding RNAs, Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 47, 493-501, doi: 10.3109/10409238.2012.714350.

28. Kliuchnikova, A. A., Kuznetsova, K. G., and Moshkovskii, S. A. (2016) ADAR-mediated messenger RNA editing: Analysis at the proteome level, Biochemistry (Moscow), Suppl. Series B Biomed. Chem., 11, 32-42, doi: 10.18097/PBMC20166205510.

29. Maas, S., Kawahara, Y., Tamburro, K. M., and Nishikura, K. (2006) A-to-I RNA editing and human disease, RNA Biol., 3, 1-9, doi: 10.4161/rna.3.1.2495.

30. Gaisler-Salomon, I., Kravitz, E., Feiler, Y., Safran, M., Biegon, A., et al. (2014) Hippocampus-specific deficiency in RNA editing of GluA2 in Alzheimer’s disease, Neurobiol. Aging, 35, 1785-1791, doi: 10.1016/j.neurobiolaging.2014.02.018.

31. Akbarian, S., Smith, M. A., and Jones, E. G. (1995) Editing for an AMPA receptor subunit RNA in prefrontal cortex and striatum in Alzheimer’s disease, Huntington’s disease and schizophrenia, Brain Res., 699, 297-304, doi: 10.1016/0006-8993(95)00922-D.

32. Hosaka, T., Tsuji, H., and Kwak, S. (2021) RNA editing: A new therapeutic target in amyotrophic lateral sclerosis and other neurological diseases, Int. J. Mol. Sci., 22, 10958, doi: 10.3390/ijms222010958.

33. Khermesh, K., D’Erchia, A. M., Barak, M., Annese, A., Wachtel, C., et al. (2016) Reduced levels of protein recoding by A-to-I RNA editing in Alzheimer’s disease, RNA, 22, 290-302, doi: 10.1261/rna.054627.115.

34. Lo Giudice, C., Tangaro, M. A., Pesole, G., and Picardi, E. (2020) Investigating RNA editing in deep transcriptome datasets with REDItools and REDIportal, Nat. Protocols, 15, 1098-1131, doi: 10.1038/s41596-019-0279-7.

35. Mansi, L., Tangaro, M. A., Lo Giudice, C., Flati, T., Kopel, E., et al. (2021) REDIportal: Millions of novel A-to-I RNA editing events from thousands of RNAseq experiments, Nucleic Acids Res., 49, D1012-D1019, doi: 10.1093/nar/gkaa916.

36. Hatos, A., Hajdu-Soltész, B., Monzon, A. M., Palopoli, N., Álvarez, L., et al. (2019) DisProt: Intrinsic protein disorder annotation in 2020, Nucleic Acids Res., gkz975, doi: 10.1093/nar/gkz975.

37. Ramaswami, G., and Li, J. B. (2014) RADAR: A rigorously annotated database of A-to-I RNA editing, Nucleic Acids Res., 42, D109-13, doi: 10.1093/nar/gkt996.

38. Picardi, E., D’Erchia, A. M., Lo Giudice, C., and Pesole, G. (2017) REDIportal: A comprehensive database of A-to-I RNA editing events in humans, Nucleic Acids Res., 45, D750-D757, doi: 10.1093/nar/gkw767.

39. Pozdyshev, D. V., Melnikova, A. K., Barinova, K. V., Schmalhausen, E. V., and Muronetz, V. I. (2020) Differences in the synthesis of recombinant α-synuclein in pro-and eukaryotic organisms: Possibility of Tyr136Cys substitution, Curr. Top. Peptide Prot. Res., 21, 75-81.

40. Feughelman, M., andWillis, B. K. (2000) Thiol-disulfide interchange a potential key to conformational change associated with amyloid fibril formation, J. Theor. Biol., 206, 313-315, doi: 10.1006/jtbi.2000.2112.

41. Li, Y., Yan, J., Zhang, X., and Huang, K. (2013) Disulfide bonds in amyloidogenesis diseases related proteins, Proteins, 81, 1862-1873, doi: 10.1002/prot.24338.

42. Maiti, N. R., and Surewicz, W. K. (2001) The role of disulfide bridge in the folding and stability of the recombinant human prion protein, J. Biol. Chem., 276, 2427-2431, doi: 10.1074/jbc.M007862200.

43. Lee, S., and Eisenberg, D. (2003) Seeded conversion of recombinant prion protein to a disulfide-bonded oligomer by a reduction-oxidation process, Nat. Struct. Biol., 10, 725-730, doi: 10.1038/nsb961.

44. Hosszu, L. L. P., Trevitt, C. R., Jones, S., Batchelor, M., Scott, D. J., et al. (2009) Conformational properties of beta-PrP, J. Biol. Chem., 284, 21981-21990, doi: 10.1074/jbc.M809173200.

45. Welker, E., Wedemeyer, W. J., and Scheraga, H. A. (2001) A role for intermolecular disulfide bonds in prion diseases? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 4334-4336, doi: 10.1073/pnas.071066598.

46. Mehlhorn, I., Groth, D., Stöckel, J., Moffat, B., Reilly, D., et al. (1996) High-level expression and characterization of a purified 142-residue polypeptide of the prion protein, Biochemistry, 35, 5528-5537, doi: 10.1021/bi952965e.

47. Suk, J.-E., Lokappa, S. B., and Ulmer, T. S. (2010) The clustering and spatial arrangement of beta-sheet sequence, but not order, govern alpha-synuclein fibrillogenesis, Biochemistry, 49, 1533-1540, doi: 10.1021/bi901753h.

48. Zhou, W., and Freed, C. R. (2004) Tyrosine-to-cysteine modification of human alpha-synuclein enhances protein aggregation and cellular toxicity, J. Biol. Chem., 279, 10128-10135, doi: 10.1074/jbc.M307563200.

49. Krishnan, R., and Lindquist, S. L. (2005) Structural insights into a yeast prion illuminate nucleation and strain diversity, Nature, 435, 765-772, doi: 10.1038/nature03679.

50. Hong, D.-P., Xiong, W., Chang, J.-Y., and Jiang, C. (2011) The role of the C-terminus of human α-synuclein: Intra-disulfide bonds between the C-terminus and other regions stabilize non-fibrillar monomeric isomers, FEBS Lett., 585, 561-566, doi: 10.1016/j.febslet.2011.01.009.