БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 2, с. 194–204

УДК 577.29

Влияние трегалозы на олигомерное состояние и антиагрегационную активность αB‑кристаллина

© 2022 Н.А. Чеботарева *n.a.chebotareva@gmail.com, Т.Б. Еронина, В.В. Михайлова, С.Г. Роман, К.В. Тугаева, Б.И. Курганов

Институт биохимии имени А.Н. Баха, ФГУ ФИЦ «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН, 119071 Москва, Россия

Поступила в редакцию 20.09.2021
После доработки 21.10.2021
Принята к публикации 22.10.2021

DOI: 10.31857/S032097252202004X

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: αB-кристаллин, антиагрегационная активность, трегалоза, гликогенфосфорилаза b, динамическое светорассеяние, аналитическое ультрацентрифугирование.

Аннотация

αB-Кристаллин (αB-Cr), один из главных белков хрусталика глаза, вместе с другими кристаллинами поддерживает прозрачность хрусталика, предотвращая агрегацию белков и, таким образом, защищая глаз от катаракты. αB‑Cr относится к классу молекулярных шаперонов, он широко экспрессируется во многих тканях и имеет динамичную четвертичную структуру, которая необходима для проявления шапероноподобной активности. Сдвиг в равновесии ансамблей олигомеров αB‑Cr с различным числом субъединиц позволяет регулировать активность шаперона. Известно, что трегалоза ингибирует агрегацию белков in vivo и in vitro и широко используется в биотехнологии. Результаты изучения влияния трегалозы на шапероноподобную активность кристаллинов могут послужить основой для создания препаратов, способствующих замедлению катарактогенеза. В настоящей работе мы исследовали влияние трегалозы на четвертичную структуру и антиагрегационную активность αB‑Cr с использованием мышечной гликогенфосфорилазы b (ФБ) в качестве модельного белка-мишени. По данным динамического светорассеяния, трегалоза влияет на процесс тепловой агрегации ФБ при 48 °С преимущественно на стадии нуклеации, причем в присутствии белкового шаперона основной эффект трегалозы связан с увеличением адсорбционной емкости (AC0) αB‑Cr (для 66 мМ трегалозы увеличение AC0 является 1,5-кратным). По данным седиментационного анализа, трегалоза стабилизирует димерную форму ФБ на стадии диссоциации и денатурации ФБ и усиливает взаимодействие αB‑Cr с белком-мишенью. Кроме того, трегалоза сдвигает равновесие между олигомерными формами αB‑Cr в сторону образования малых олигомерных форм. Таким образом, трегалоза оказывает влияние на четвертичную структуру αB‑Cr и увеличивает его антиагрегационную активность на стадии нуклеации процесса агрегации белка-мишени.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа Н.А.Ч., Т.Б.Е., В.В.М., С.Г.Р. и Б.И.К. проводилась при поддержке Российского научного фонда (грант № 21-14-00178); К.В.Т. – при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации.

Благодарности

Авторы выражают благодарность Калмыкову П.В. (посмертно) за техническую помощь в проведении SV-опытов.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Muranov, K. O., and Ostrovsky, M. A. (2022) Molecular mechanisms of the lens transparency maintenance and clouding, Biochemistry (Moscow), 87, in press.

2. Dilley, K. J., and Harding, J. J. (1975) Changes in proteins of the human lens in development and aging, Biochem. Biophys. Acta Protein Struct., 386, 391-408, doi: 10.1016/0005-2795(75)90283-4.

3. Siezen, R. J., Thomson, J. A., Kaplan, E. D., and Benedek, G. B. (1987) Human lens gamma-crystallins: Isolation, identification, and characterization of the expressed gene products, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 6088-6092, doi: 10.1073/pnas.84.17.6088.

4. Fagerholm, P. P., Philipson, B. T., and Lindström, B. (1981) Normal human lens – the distribution of protein, Exp. Eye Res., 33, 615-620, doi: 10.1016/s0014-4835(81)80101-7.

5. Sprague-Piercy, M. A., Rocha, M. A., Kwok, A. O., and Martin, R. W. (2021) α-Crystallins in the vertebrate eye lens: complex oligomers and molecular chaperones, Annu. Rev. Phys. Chem., 72, 143-163, doi: 10.1146/annurev-physchem-090419-121428.

6. Shamsi, A., Mohammad, T., Anwar, S., Hassan, Md. I., Ahmad, F., et al. (2020) Biophysical insights into implications of PEG-400 on the α-crystallin structure: multispectroscopic and microscopic approach, ACS Omega, 5, 19210-19216, doi: 10.1021/acsomega.0c02648.

7. Derham, B. K., and Harding, J. J. (1999) Alpha-crystallin as a molecular chaperone, Prog. Retin. Eye Res., 18, 463-509, doi: 10.1016/s1350-9462(98)00030-5.

8. Horwitz, J. (1992) Alpha-crystallin can function as a molecular chaperone, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 10449-10453, doi: 10.1073/pnas.89.21.10449.

9. Haslbeck, M., Peschek, J., Buchner, J., and Weinkauf, S. (2016) Structure and function of α-crystallins: Traversing from in vitro to in vivo, Biochim. Biophys. Acta, 186, 149-166, doi: 10.1016/j.bbagen.2015.06.008.

10. Grosas, A. B., Rekas, A., Mata, J. P., Thorn, D. C., and Carver, J. A. (2020) The Aggregation of αB-crystallin under crowding conditions is prevented by αA-crystallin: implications for α-crystallin stability and lens transparency, J. Mol. Biol., 432, 5593-5613, doi: 10.1016/j.jmb.2020.08.011.

11. Riedl, M., Strauch, A., Catici, D. A. M., and Haslbeck, M. (2020) Proteinaceous transformers: structural and functional variability of human sHsps, Int. J. Mol. Sci., 21, 5448, doi: 10.3390/ijms21155448.

12. Inoue, R., Takata, T., Fujii, N., Ishii, K., Uchiyama, S., et al. (2016) New insight into the dynamical system of αB-crystallin oligomers, Sci. Rep., 6, 29208, doi: 10.1038/srep29208.

13. Hayashi, J., and Carver, J. A. (2020) The multifaceted nature of αB-Crystallin, Cell Stress Chaperones, 25, 639-654, doi: 10.1007/s12192-020-01098-w.

14. Liu, Z., Wang, C., Li, Y., Zhao, C., Li, T., et al. (2018) Mechanistic insights into the switch of αB-Crystallin chaperone activity and self-multimerization, J. Biol. Chem., 293, 14880e14890. doi: 10.1074/jbc.RA118.004034.

15. Chebotareva, N. A., Eronina, T. B., Sluchanko, N. N., and Kurganov, B. I. (2015) Effect of Ca2+ and Mg2+ ions on oligomeric state and chaperone-like activity of αB-Crystallin in crowded media, Int. J. Biol. Macromol., 76, 86-93, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2015.02.022.

16. Chebotareva, N. A., Eronina, T. B., Roman, S. G., Mikhaylova, V. V., Sluchanko, N. N., et al. (2019) Oligomeric state of αB-Crystallin under crowded conditions, Biochem. Biophys. Res. Commun., 508, 1101-1105, doi: 10.1016/j.bbrc.2018.12.015.

17. Roman, S. G., Chebotareva, N. A., and Kurganov, B. I. (2017) Anti-aggregation activity of small heat shock proteins under crowded conditions, Int. J. Biol. Macromol., 100, 97-103, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.05.080.

18. Kuznetsova, I. M., Turoverov, K. K., and Uversky, V. N. (2014) What macromolecular crowding can do to a protein? Int. J. Mol. Sci., 15, 23090-23140, doi: 10.3390/ijms151223090.

19. Clark, A. R., Lubsen, N. H., and Slingsby, C. (2012) sHSP in the eye lens: protein mutations, cataract and proteostasis, Int. J. Biochem. Cell Biol., 44, 1687-1697, doi: 10.1016/j.biocel.2012.02.015.

20. Berry, V., Francis, P., Reddy, M. A., Collyer, D., Vithana, E., et al. (2001) Alpha-B crystallin gene (CRYAB) mutation causes dominant congenital posterior polar cataract in humans, Am. J. Hum. Genet., 69, 1141-1145, doi: 10.1086/324158.

21. Graw, J. (2009) Genetics of crystallins: Cataract and beyond, Exp. Eye Res., 88, 173-189, doi: 10.1016/j.exer.2008.10.011.

22. Gerasimovich, E. S., Strelkov, S. V., and Gusev, N. B. (2017) Some properties of three αB-Crystallin mutants carrying point substitutions in the C-terminal domain and associated with congenital diseases, Biochimie, 142, 168-178, doi: 10.1016/j.biochi.2017.09.008.

23. Makley, L. N., McMenimen, K. A., DeVree, B. T., Goldman, J. W., McGlasson, B. N., et al. (2015) Pharmacological chaperone for α-crystallin partially restores transparency in cataract models, Science, 350, 674-677, doi: 10.1126/science.aac9145.

24. Ghahramani, M., Yousefi, R., Krivandin, A., Muranov, K., Kurganov, B., et al. (2020) Structural and functional characterization of D109H and R69C mutant versions of human αB-Crystallin: the biochemical pathomechanism underlying cataract and myopathy development, Int. J. Biol. Macromol., 146, 1142-1160, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.09.239.

25. Treweek, T. M., Meehan, S., Ecroyd, H., and Carver, J. A. (2015) Small heat-shock proteins: Important players in regulating cellular proteostasis, Cell. Mol. Life Sci., 72, 429-451, doi: 10.1007/s00018-014-1754-5.

26. Kulig, M., and Ecroyd, H. (2012) The small heat-shock protein αB-Crystallin uses different mechanisms of chaperone action to prevent the amorphous versus fibrillar aggregation of α-lactalbumin, Biochem. J., 448, 343-352, doi: 10.1042/BJ20121187.

27. Chebotareva, N. A., Roman, S. G., Borzova, V. A., Eronina, T. B., Mikhaylova, V. V., et al. (2020) Chaperone-like activity of HSPB5: The effects of quaternary structure dynamics and crowding, Int. J. Mol. Sci., 21, 4940, doi: 10.3390/ijms21144940.

28. Garvey, M., Ecroyd, H., Ray, N. J., Gerrard, J. A., and Carver, J. A. (2017) Functional amyloid protection in the eye lens: Retention of α-crystallin molecular chaperone activity after modification into amyloid fibrils, Biomolecules, 7, 67, doi: 10.3390/biom7030067.

29. Moreau, K. L., and King, J. A. (2012) Protein misfolding and aggregation in cataract disease and prospects for prevention, Trends Mol. Med., 18, 273-282, doi: 10.1016/j.molmed.2012.03.005.

30. Ram, L., Mittal, C., Harsolia, R. S., and Yadav, J. K. (2020) Trehalose inhibits the heat-induced formation of the amyloid-like structure of soluble proteins isolated from human cataract lens, Protein J., 39, 509-518, doi: 10.1007/s10930-020-09919-8.

31. Jain, N. K., and Roy, I. (2009) Effect of trehalose on protein structure, Protein Sci., 18, 24-36, doi: 10.1002/pro.3.

32. Eronina, T. B., Mikhaylova, V. V., Chebotareva, N. A., Shubin, V. V., Sluchanko, N. N., et al. (2019) Comparative effects of trehalose and 2-hydroxypropyl-β-cyclodextrin on aggregation of UV-irradiated muscle glycogen phosphorylase b, Biochimie, 165, 196-205, doi: 10.1016/j.biochi.2019.08.006.

33. Matsuo, T., Tsuchida, Y., and Morimoto, N. (2002) Trehalose eye drops in the treatment of dry eye syndrome, Ophthalmology, 109, 2024-2029, doi: 10.1016/s0161-6420(02)01219-8.

34. Attanasio, F., Cascio, C., Fisichella, S., Nicoletti, V. G., Pignataro, B., et al. (2007) Trehalose effects on α-crystallin aggregates, Biochem. Biophys. Res. Commun., 354, 899-905, doi: 10.1016/j.bbrc.2007.01.061.

35. Eronina, T. B., Mikhaylova, V. V., Chebotareva, N. A., and Kurganov, B. I. (2016) Kinetic regime of thermal aggregation of holo- and apoglycogen phosphorylases b, Int. J. Biol. Macromol., 92, 1252-1257, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.08.038.

36. Kurganov, B. I., Chebotareva, N. A., Kornilaev, B. A., Malikov, V. P., Orlov, V. N., et al. (2000) Dissociative mechanism of thermal denaturation of rabbit skeletal muscle glycogen phosphorylase b, Biochemistry, 39, 13144-13152, doi: 10.1021/bi000975w.

37. Kastenschmidt, L. L., Kastenschmidt, J., and Helmreich, E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b, Biochemistry, 7, 3590-3607, doi: 10.1021/bi00850a037.

38. Mymrikov, E. V., Bukach, O. V., Seit-Nebi, A. S., and Gusev, N. B. (2010) The pivotal role of the beta 7 strand in the intersubunit contacts of different human small heat shock proteins, Cell Stress Chaperones, 15, 365-377, doi: 10.1007/s12192-009-0151-8.

39. Kurganov, B. I. (2013) Antiaggregation activity of chaperones and its quantification, Biochemistry (Moscow), 78, 1554-1566, doi: 10.1134/S0006297913130129.

40. Kurganov, B. I. (2017) Quantification of anti-aggregation activity of chaperones, Int. J. Biol. Macromol., 100, 104-117, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.07.066.

41. Eronina, T. B., Chebotareva, N. A., Roman, S. G., Kleymenov, S. Y., Makeeva, V. F., et al. (2014) Thermal denaturation and aggregation of apoform of glycogen phosphorylase b. Effect of crowding agents and chaperones, Biopolymers, 101, 504-516, doi: 10.1002/bip.22410.

42. Kurganov, B. I. (1998) Kinetics of heat aggregation of proteins, Biochemistry (Moscow), 63, 364-366.

43. Mikhaylova, V. V., Eronina, T. B., Chebotareva, N. A., Shubin, V. V., Kalacheva, D. I., and Kurganov, B. I. (2020) Effect of arginine on chaperone-like activity of HspB6 and monomeric 14-3-3ζ, Int. J. Mol. Sci., 21, 2039, doi: 10.3390/ijms21062039.

44. Kurganov, B. I. (1982) Allosteric Enzymes. Kinetic Behaviour, John Wiley & Sons, Chichester, pp. 56-60.

45. Brown, P. H., and Schuck, P. (2006) Macromolecular size-and-shape distributions by sedimentation velocity analytical ultracentrifugation, Biophys. J., 90, 4651-4661, doi: 10.1529/biophysj.106.081372.

46. Chebotareva, N. A., Roman, S. G., and Kurganov, B. I. (2016) Dissociative mechanism for irreversible thermal denaturation of oligomeric proteins, Biophys. Rev., 8, 397-407, doi: 10.1007/s12551-016-0220-z.