БИОХИМИЯ, 2022, том 87, вып. 1, с. 26–44
УДК 577.151.62
Мутации в субъединице Cox12 дрожжей снижают активность митохондриального комплекса IV
Department of Biochemistry, University of Calcutta, 35 Ballygunge Circular Road, Pin-700019, Kolkata, India
Поступила в редакцию 11.04.2021
После доработки 25.10.2021
Принята к публикации 21.11.2021
DOI: 10.31857/S0320972522010031
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: цитохром с-оксидаза 6B1, Cox12, комплекс IV, суперкомплексы.
Аннотация
Цитохром с-оксидаза 6B1 (COX6B1) является одной из наименее изученных субъединиц комплекса IV (CIV) митохондриальной электрон-транспортной цепи. В настоящей работе мы изучали патобиохимические и респираторные функции Cox12 (дрожжевой ортолог COX6B1 человека) с использованием клеток Saccharomyces cerevisiae BY4741 (cox12Δ), дефицитных по белку Cox12. Эти клетки показывали серьёзные затруднения в росте в аэробной (дыхательной) среде, содержащей глицерин и этанол, которые можно было восстановить путём комплементации с генами COX12 дрожжей или COX6B1 человека. Cox12 с остатком аргинина 17, замещённым гистидином (R17H) или цистеином (R17C) (мутации, аналогичные тем, которые наблюдаются у людей), не вызывал восполнение утраченной функции Cox12. Когда клетки cox12Δ выращивали в богатой дыхательной/ферментативной среде галактозы, изменений в экспрессии субъединиц дыхательной цепи не наблюдалось. Анализ с помощью метода голубого нативного электрофореза в полиакриламидном геле с последующим вестерн-блоттингом с использованием антител против Rip1 и Cox1, которые являются специфическими компонентами комплексов III (CIII) и IV (CIV) соответственно, не выявил заметного снижения содержания нативных суперкомплексов (SC) CIII2CIV2 и CIII2CIV1. Однако ассоциация фактора 2 респираторного суперкомплекса Rcf2 и субъединицы Cox2 с SC в клетках cox12Δ понижалась, а специфическая активность CIV снижалась на 90%. Как базальное дыхание, так и стимулированное сукцинатом/АДФ дыхание в состоянии 3, а также мембранный потенциал митохондрий в клетках cox12Δ были понижены. Кроме того, клетки cox12Δ и клетки, синтезирующие мутантные формы белка Cox12 (R17H и R17C), показывали большую чувствительность к окислительному стрессу, индуцированному H2O2, по сравнению с клетками дикого типа (WT). Моделирование in silico структуры SC дрожжей WT показало, что Cox12 формирует сеть взаимодействий с Rcf2 и Cox2. В целом полученные нами результаты говорят о том, что Cox12 необходим для проявления активности CIV.
Текст статьи
Сноски
* Адресат для корреспонденции.
Финансирование
Данная работа была поддержана DST-SERB (ECR/2016/001127), правительством Индии и грантами BI Калькуттского университета для AG; стипендией UGC-JRF (MAY2018-353734) для SM и стипендией CSIR-JRF (09/028 (1127)/2019-EMR-I) для MB.
Благодарности
Авторы выражают благодарность докторам С. Мейсингеру, Мартину Отту и Винсенцо Зара за любезно предоставленные ими препараты антител. Мы хотели бы выразить благодарность доктору Каусику Чакраборти, IGIB, Индия за получение штаммов дрожжей с делециями. Мы также благодарны Д.К. Бозе и Н. Сингху за техническую помощь в приготовлении текста настоящей статьи.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Соблюдение этических норм
Данная статья не содержит результаты каких-либо работ с участием людей или лабораторных животных, выполненных с участием кого-либо из её авторов.
Дополнительные материалы
Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) (http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya/) и на сайте издательства Springer (www.springer.com/journal/10541), том 86, вып. 12, 2021.
Список литературы
1. Rak, M., Benit, P., Chretien, D., Bouchereau, J., Schiff, M., et al. (2016) Mitochondrial cytochrome c oxidase deficiency, Clin. Sci. (Lond), 130, 393-407, doi: 10.1042/CS20150707.
2. Soto, I. C., Fontanesi, F., Liu, J., and Barrientos, A. (2012) Biogenesis and assembly of eukaryotic cytochrome c oxidase catalytic core, Biochim. Biophys. Acta, 1817, 883-897, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.09.005.
3. Barros, M. H., and McStay, G. P. (2020) Modular biogenesis of mitochondrial respiratory complexes, Mitochondrion, 50, 94-114, doi: 10.1016/j.mito.2019.10.008.
4. Mukherjee, S., and Ghosh, A. (2020) Molecular mechanism of mitochondrial respiratory chain assembly and its relation to mitochondrial diseases, Mitochondrion, 53, 1-20, doi: 10.1016/j.mito.2020.04.002.
5. Su, C. H., and Tzagoloff, A. (2017) Cox16 protein is physically associated with Cox1p assembly intermediates and with cytochrome oxidase, J. Biol. Chem., 292, 16277-16283, doi: 10.1074/jbc.M117.801811.
6. Vidoni, S., Harbour, M. E., Guerrero-Castillo, S., Signes, A., Ding, S., et al. (2017) MR-1S interacts with PET100 and PET117 in module-based assembly of human cytochrome c oxidase, Cell Rep., 18, 1727-1738, doi: 10.1016/j.celrep.2017.01.044.
7. Zong, S., Wu, M., Gu, J., Liu, T., Guo, R., and Yang, M. (2018) Structure of the intact 14-subunit human cytochrome c oxidase, Cell Res., 28, 1026-1034, doi: 10.1038/s41422-018-0071-1.
8. Fornuskova, D., Stiburek, L., Wenchich, L., Vinsova, K., Hansikova, H., et al. (2010) Novel insights into the assembly and function of human nuclear-encoded cytochrome c oxidase subunits 4, 5a, 6a, 7a and 7b, Biochem. J., 428, 363-374, doi: 10.1042/BJ20091714.
9. Tsukihara, T., Aoyama, H., Yamashita, E., Tomizaki, T., Yamaguchi, H., et al. (1995) Structures of metal sites of oxidized bovine heart cytochrome c oxidase at 2.8 Å, Science, 269, 1069-1074, doi: 10.1126/science.7652554.
10. Letts, J. A., Fiedorczuk, K., and Sazanov, L. A. (2016) The architecture of respiratory supercomplexes, Nature, 537, 644-648, doi: 10.1038/nature19774.
11. Timon-Gomez, A., Nyvltova, E., Abriata, L. A., Vila, A. J., Hosler, J., and Barrientos, A. (2018) Mitochondrial cytochrome c oxidase biogenesis: recent developments, Semin. Cell Dev. Biol., 76, 163-178, doi: 10.1016/j.semcdb.2017.08.055.
12. Acin-Perez, R., Fernandez-Silva, P., Peleato, M. L., Perez-Martos, A., and Enriquez, J. A. (2008) Respiratory active mitochondrial supercomplexes, Mol. Cell, 32, 529-539, doi: 10.1016/j.molcel.2008.10.021.
13. Khalimonchuk, O., and Winge, D. R. (2008) Function and redox state of mitochondrial localized cysteine-rich proteins important in the assembly of cytochrome c oxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1783, 618-628, doi: 10.1016/j.bbamcr.2007.10.016.
14. Kim, S. E., Mori, R., Komatsu, T., Chiba, T., Hayashi, H., et al. (2015) Upregulation of cytochrome c oxidase subunit 6b1 (Cox6b1) and formation of mitochondrial supercomplexes: implication of Cox6b1 in the effect of calorie restriction, Age (Dordr), 37, 9787, doi: 10.1007/s11357-015-9787-8.
15. Modjtahedi, N., Tokatlidis, K., Dessen, P., and Kroemer, G. (2016) Mitochondrial proteins containing coiled-coil-helix-coiled-coil-helix (CHCH) domains in health and disease, Trends Biochem. Sci., 41, 245-260, doi: 10.1016/j.tibs.2015.12.004.
16. Yang, S., Wu, P., Xiao, J., and Jiang, L. (2019) Overexpression of COX6B1 protects against I/Rinduced neuronal injury in rat hippocampal neurons, Mol. Med. Rep., 19, 4852-4862, doi: 10.3892/mmr.2019.10144.
17. Nie, K., Li, J., He, X., Wang, Y., Zhao, Q., et al. (2020) COX6B2 drives metabolic reprogramming toward oxidative phosphorylation to promote metastasis in pancreatic ductal cancer cells, Oncogenesis, 9, 51, doi: 10.1038/s41389-020-0231-2.
18. Abdulhag, U. N., Soiferman, D., Schueler-Furman, O., Miller, C., Shaag, A., et al. (2015) Mitochondrial complex IV deficiency, caused by mutated COX6B1, is associated with encephalomyopathy, hydrocephalus and cardiomyopathy, Eur. J. Hum. Genet., 23, 159-164, doi: 10.1038/ejhg.2014.85.
19. Calvo, S. E., Compton, A. G., Hershman, S. G., Lim, S. C., Lieber, D. S., et al. (2012) Molecular diagnosis of infantile mitochondrial disease with targeted next-generation sequencing, Sci. Transl. Med., 4, 118ra110, doi: 10.1126/scitranslmed.3003310.
20. Massa, V., Fernandez-Vizarra, E., Alshahwan, S., Bakhsh, E., Goffrini, P., et al. (2008) Severe infantile encephalomyopathy caused by a mutation in COX6B1, a nucleus-encoded subunit of cytochrome c oxidase, Am. J. Hum. Genet., 82, 1281-1289, doi: 10.1016/j.ajhg.2008.05.002.
21. Baertling, F., Brand, M. A. M., Hertecant, J. L., Al-Shamsi, A., Heuvel, L. P., et al. (2015) Mutations in COA6 cause cytochrome c oxidase deficiency and neonatal hypertrophic cardiomyopathy, Hum. Mutat., 36, 34-38, doi: 10.1002/humu.22715.
22. Gorman, G. S., Chinnery, P. F., DiMauro, S., Hirano, M., Koga, Y., et al. (2016) Mitochondrial diseases, Nat. Rev. Dis. Primers, 2, 16080, doi: 10.1038/nrdp.2016.80.
23. Pagliarini, D. J., Calvo, S. E., Chang, B., Sheth, S. A., Vafai, S. B., et al. (2008) A mitochondrial protein compendium elucidates complex I disease biology, Cell, 134, 112-123, doi: 10.1016/j.cell.2008.06.016.
24. Vondrackova, A., Vesela, K., Hansikova, H., Docekalova, D. Z., Rozsypalova, E., et al. (2012) High-resolution melting analysis of 15 genes in 60 patients with cytochrome-c oxidase deficiency, J. Hum. Genet., 57, 442-448, doi: 10.1038/jhg.2012.49.
25. Zhang, W., Wang, Y., Wan, J., Zhang, P., and Pei, F. (2019) COX6B1 relieves hypoxia/reoxygenation injury of neonatal rat cardiomyocytes by regulating mitochondrial function, Biotechnol. Lett., 41, 59-68, doi: 10.1007/s10529-018-2614-4.
26. LaMarche, A. E., Abate, M. I., Chan, S. H., and Trumpower, B. L. (1992) Isolation and characterization of COX12, the nuclear gene for a previously unrecognized subunit of Saccharomyces cerevisiae cytochrome c oxidase, J. Biol. Chem., 267, 22473-22480.
27. Ghosh, A., Pratt, A. T., Soma, S., Theriault, S. G., Griffin, A. T., et al. (2016) Mitochondrial disease genes COA6, COX6B and SCO2 have overlapping roles in COX2 biogenesis, Hum. Mol. Genet., 25, 660-671, doi: 10.1093/hmg/ddv503.
28. Ghosh, A., Trivedi, P. P., Timbalia, S. A., Griffin, A. T., Rahn, J. J., et al. (2014) Copper supplementation restores cytochrome c oxidase assembly defect in a mitochondrial disease model of COA6 deficiency, Hum. Mol. Genet., 23, 3596-3606, doi: 10.1093/hmg/ddu069.
29. Hartley, A. M., Meunier, B., Pinotsis, N., and Marechal, A. (2020) Rcf2 revealed in cryo-EM structures of hypoxic isoforms of mature mitochondrial III-IV supercomplexes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 9329-9337, doi: 10.1073/pnas.1920612117.
30. Strogolova, V., Furness, A., Robb-McGrath, M., Garlich, J., and Stuart, R. A. (2012) Rcf1 and Rcf2, members of the hypoxia-induced gene 1 protein family, are critical components of the mitochondrial cytochrome bc1-cytochrome c oxidase supercomplex, Mol. Cell. Biol., 32, 1363-1373, doi: 10.1128/MCB.06369-11.
31. Vukotic, M., Oeljeklaus, S., Wiese, S., Vogtle, F. N., Meisinger, C., et al. (2012) Rcf1 mediates cytochrome oxidase assembly and respirasome formation, revealing heterogeneity of the enzyme complex, Cell Metab., 15, 336-347, doi: 10.1016/j.cmet.2012.01.016.
32. Meisinger, C., Pfanner, N., and Truscott, K. N. (2006) Isolation of yeast mitochondria, Methods Mol. Biol., 313, 33-39, doi: 10.1385/1-59259-958-3:033.
33. Wittig, I., Karas, M., and Schagger, H. (2007) High resolution clear native electrophoresis for in-gel functional assays and fluorescence studies of membrane protein complexes, Mol. Cell Proteomics, 6, 1215-1225, doi: 10.1074/mcp.M700076-MCP200.
34. Spinazzi, M., Casarin, A., Pertegato, V., Salviati, L., and Angelini, C. (2012) Assessment of mitochondrial respiratory chain enzymatic activities on tissues and cultured cells, Nat. Protoc., 7, 1235-1246, doi: 10.1038/nprot.2012.058.
35. Jamar, N. H., Kritsiligkou, P., and Grant, C. M. (2017) The non-stop decay mRNA surveillance pathway is required for oxidative stress tolerance, Nucleic Acids Res., 45, 6881-6893, doi: 10.1093/nar/gkx306.
36. Brand, M. D. (2010) The sites and topology of mitochondrial superoxide production, Exp. Gerontol., 45, 466-472, doi: 10.1016/j.exger.2010.01.003.
37. Chinnery, P. F., and Hudson, G. (2013) Mitochondrial genetics, Br. Med. Bull., 106, 135-159, doi: 10.1093/bmb/ldt017.
38. Fernandez-Vizarra, E., and Zeviani, M. (2018) Mitochondrial complex III Rieske Fe-S protein processing and assembly, Cell Cycle, 17, 681-687, doi: 10.1080/15384101.2017.1417707.
39. Timon-Gomez, A., Garlich, J., Stuart, R. A., Ugalde, C., and Barrientos, A. (2020) Distinct roles of mitochondrial HIGD1A and HIGD2A in respiratory complex and supercomplex biogenesis, Cell Rep., 31, 107607, doi: 10.1016/j.celrep.2020.107607.
40. Strogolova, V., Hoang, N. H., Hosler, J., and Stuart, R. A. (2019) The yeast mitochondrial proteins Rcf1 and Rcf2 support the enzymology of the cytochrome c oxidase complex and generation of the proton motive force, J. Biol. Chem., 294, 4867-4877, doi: 10.1074/jbc.RA118.006888.
41. Dawitz, H., Schafer, J., Schaart, J. M., Magits, W., Brzezinski, P., and Ott, M. (2019) Rcf1 modulates cytochrome c oxidase activity especially under energy-demanding conditions, Front. Physiol., 10, 1555, doi: 10.3389/fphys.2019.01555.
42. Hochman, J. H., Partridge, B., and Ferguson-Miller, S. (1981) An effective electron donor to cytochrome oxidase. Purification, identification, and kinetic characterization of a contaminant of ruthenium red, hexaamineruthenium II/III, J. Biol. Chem., 256, 8693-8698.
43. Diaz, F., Enriquez, J. A., and Moraes, C. T. (2012) Cells lacking Rieske iron-sulfur protein have a reactive oxygen species-associated decrease in respiratory complexes I and IV, Mol. Cell. Biol., 32, 415-429, doi: 10.1128/MCB.06051-11.
44. Diaz, F., Fukui, H., Garcia, S., and Moraes, C. T. (2006) Cytochrome c oxidase is required for the assembly/stability of respiratory complex I in mouse fibroblasts, Mol. Cell Biol., 26, 4872-4881, doi: 10.1128/MCB.01767-05.
45. Lopez-Fabuel, I., Le Douce, J., Logan, A., James, A. M., Bonvento, G., et al. (2016) Complex I assembly into supercomplexes determines differential mitochondrial ROS production in neurons and astrocytes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 13063-13068, doi: 10.1073/pnas.1613701113.
46. Dan Dunn, J., Alvarez, L. A., Zhang, X., and Soldati, T. (2015) Reactive oxygen species and mitochondria: a nexus of cellular homeostasis, Redox Biol., 6, 472-485, doi: 10.1016/j.redox.2015.09.005.
47. Knorre, D. A., and Severin, F. F. (2012) Longevity and mitochondrial membrane potential, Biochemistry (Moscow), 77, 793-794, doi: 10.1134/S0006297912070127.