БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 10, с. 1550–1562

УДК 577.2

Связывание РНК in vitro серпинами растений

© 2021 Е.А. Толстыко 1,2, Д.А. Чергинцев 3, О.А. Толичева 2, Д.С. Виноградова 2,4, А.Л. Коневега 2,5,6, С.Ю. Морозов 1,7, А.Г. Соловьев 1,7*solovyev@belozersky.msu.ru

1 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, кафедра вирусологии, 119991 Москва, Россия

2 Петербургский институт ядерной физики имени Б.П. Константинова Национального исследовательского центра «Курчатовский институт», 188300 Гатчина, Россия

3 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет, кафедра физиологии растений, 119991 Москва, Россия

4 «НаноТемпер Технолоджис рус», 191167 Санкт-Петербург, Россия

5 Санкт-Петербургский политехнический университет имени Петра Великого, 195251 Санкт-Петербург, Россия

6 Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт», 123182 Москва, Россия

7 Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия

Поступила в редакцию 12.04.2021
После доработки 09.07.2021
Принята к публикации 09.07.2021

DOI: 10.31857/S0320972521100109

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: серпин, связывание РНК, РНК-связывающий белок, тРНК, микроРНК, структура РНК, флоэма.

Аннотация

Серпины являются ингибиторами протеиназ, выполняющими регуляторные функции; они составляют обширное семейство белков и обнаружены у всех живых организмов. Большинство серпинов растений функционально не охарактеризовано. Исключение составляет белок AtSerpin1 Arabidopsis thaliana, для которого показано ингибирование проапоптотических протеиназ и предполагается участие в регулировании индукции программируемой клеточной смерти, и белок CmPS1 Cucurbita maxima, локализованный во флоэме и предположительно ингибирующий пищеварительные протеиназы насекомых. Помимо этого, недавно было обнаружено, что белок CmPS1 способен связывать РНК, наиболее эффективно взаимодействуя с высокоструктурированными РНК, в частности формируя специфический комплекс с тРНК. В настоящей работе продемонстрировано, что белок AtSerpin1 также способен образовывать комплекс с тРНК. Анализ тРНК, связанных белками AtSerpin1 и CmPS1 в условиях избытка тРНК, показал, что ни один из белков не проявляет строгой избирательности в связывании индивидуальных тРНК, что указывает, вероятно, на специфическое взаимодействие этих белков с элементами вторичной/третичной структуры, универсальными для всех тРНК. При анализе взаимодействия белка CmPS1 с предшественником микроРНК 390 (pre-miR390) было обнаружено, что мутантный вариант pre-miR390, стебель шпилечной структуры которого представлял собой совершенный дуплекс, утрачивал способность формировать дискретный комплекс с CmPS1, тогда как другой вариант pre-miR390, содержащий природные неспаренные нуклеотидные остатки, такой способностью обладал. Эти данные указывают на то, что специфическое взаимодействие серпинов растений со структурированными РНК основано на узнавании структурно-уникальных пространственных мотивов, формируемых с участием неспаренных нуклеотидных остатков в дуплексах РНК.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа Е.А. Толстыко, Д.А. Чергинцева, С.Ю. Морозова, А.Г. Соловьева выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 17-14-01032).

Конфликт интересов

А.Л. Коневега является учредителем компании «Нанотемпер Технолоджис Рус», предоставляющей услуги по проведению исследований и представляющей технологии «NanoTemper Technologies GmbH» в России.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Дополнительные материалы

Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) (http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya/) и на сайте издательства Springer (www.springer.com/journal/10541), том 86, вып. 10, 2021.

Список литературы

1. Gettins, P. G. W. (2002) Serpin structure, mechanism, and function, Chem. Rev., 102, 4751-4804, doi: 10.1021/cr010170+.

2. Law, R. H. P., Zhang, Q., McGowan, S., Buckle, A. M., Silverman, G. A., et al. (2006) An overview of the serpin superfamily, Genome Biol., 7, 1-11, doi: 10.1186/gb-2006-7-5-216.

3. Schick, C., Pemberton, P. A., Shi, G. P., Kamachi, Y., Çataltepe, S., et al. (1998) Cross-class inhibition of the cysteine proteinases cathepsins K, L, and S by the serpin squamous cell carcinoma antigen 1: a kinetic analysis, Biochemistry, 37, 5258-5266, doi: 10.1021/bi972521d.

4. Irving, J. A., Pike, R. N., Dai, W., Brömme, D., Worrall, D. M., et al. (2002) Evidence that serpin architecture intrinsically supports papain-like cysteine protease inhibition: engineering α1-antitrypsin to inhibit cathepsin proteases, Biochemistry, 41, 4998-5004, doi: 10.1021/bi0159985.

5. Ray, C. A., Black, R. A., Kronheim, S. R., Greenstreet, T. A., Sleath, P. R., et al. (1992) Viral inhibition of inflammation: Cowpox virus encodes an inhibitor of the interleukin-1β converting enzyme, Cell, 69, 597-604, doi: 10.1016/0092-8674(92)90223-Y.

6. Klieber, M. A., Underhill, C., Hammond, G. L., and Muller, Y. A. (2007) Corticosteroid-binding globulin, a structural basis for steroid transport and proteinase-triggered release, J. Biol. Chem., 282, 29594-29603, doi: 10.1074/jbc.M705014200.

7. Zhou, A., Wei, Z., Read, R. J., and Carrell, R. W. (2006) Structural mechanism for the carriage and release of thyroxine in the blood, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 13321-13326, doi: 10.1073/pnas.0604080103.

8. Mala, J. G. S., and Rose, C. (2010) Interactions of heat shock protein 47 with collagen and the stress response: an unconventional chaperone model? Life Sci., 87, 579-586, doi: 10.1016/j.lfs.2010.09.024.

9. Huntington, J. A., and Stein, P. E. (2001) Structure and properties of ovalbumin, J. Chromatogr. B Biomed. Sci. Appl., 756, 189-198, doi: 10.1016/S0378-4347(01)00108-6.

10. Kumar, A. (2015) Bayesian phylogeny analysis of vertebrate serpins illustrates evolutionary conservation of the intron and indels based six groups classification system fromlampreys for ~500 MY, PeerJ, 2015, e1026, doi: 10.7717/peerj.1026.

11. Marijanovic, E. M., Fodor, J., Riley, B. T., Porebski, B. T., Costa, M. G. S., et al. (2019) Reactive centre loop dynamics and serpin specificity, Sci. Rep., 9, 1-15, doi: 10.1038/s41598-019-40432-w.

12. Whisstock, J. C., and Bottomley, S. P. (2006) Molecular gymnastics: serpin structure, folding and misfolding, Curr. Opin. Struct. Biol., 16, 761-768, doi: 10.1016/j.sbi.2006.10.005.

13. Whisstock, J. C., Skinner, R., Carrell, R. W., and Lesk, A. M. (2000) Conformational changes in serpins: I. The native and cleaved conformations of α1-antitrypsin, J. Mol. Biol., 296, 685-699, doi: 10.1006/jmbi.1999.3520.

14. Rühlmann, A., Kukla, D., Schwager, P., Bartels, K., and Huber, R. (1973) Structure of the complex formed by bovine trypsin and bovine pancreatic trypsin inhibitor. Crystal structure determination and stereochemistry of the contact region, J. Mol. Biol., 77, 417-436, doi: 10.1016/0022-2836(73)90448-8.

15. Grigoryev, S. A., and Woodcock, C. L. (1998) Chromatin structure in granulocytes. A link between tight compaction and accumulation of a heterochromatin-associated protein (MENT), J. Biol. Chem., 273, 3082-3089, doi: 10.1074/jbc.273.5.3082.

16. Irving, J. A., Shushanov, S. S., Pike, R. N., Popova, E. Y., Brömme, D., et al. (2002) Inhibitory activity of a heterochromatin-associated serpin (MENT) against papain-like cysteine proteinases affects chromatin structure and blocks cell proliferation, J. Biol. Chem., 277, 13192-13201, doi: 10.1074/jbc.M108460200.

17. Torriglia, A., Perani, P., Brossas, J. Y., Chaudun, E., Treton, J., et al. (1998) L-DNase II, a molecule that links proteases and endonucleases in apoptosis, derives from the ubiquitous serpin leukocyte elastase inhibitor, Mol. Cell. Biol., 18, 3612-3619, doi: 10.1128/mcb.18.6.3612.

18. Padron-Barthe, L., Lepretre, C., Martin, E., Counis, M.-F., and Torriglia, A. (2007) Conformational modification of serpins transforms leukocyte elastase inhibitor into an endonuclease involved in apoptosis, Mol. Cell. Biol., 27, 4028-4036, doi: 10.1128/mcb.01959-06.

19. Cohen, M., Roberts, T. H., and Fluhr, R. (2015) Serpins in plants, in Serpin Fam. Proteins with Mult. Funct. Heal. Dis. Cham, Springer International Publishing, pp. 15-28.

20. Roberts, T. H., and Hejgaard, J. (2008) Serpins in plants and green algae, Funct. Integr. Genomics, 8, 1-27, doi: 10.1007/s10142-007-0059-2.

21. Lampl, N., Alkan, N., Davydov, O., and Fluhr, R. (2013) Set-point control of RD21 protease activity by AtSerpin1 controls cell death in Arabidopsis, Plant J., 74, 498-510, doi: 10.1111/tpj.12141.

22. Koh, E., Carmieli, R., Mor, A., and Fluhr, R. (2016) Singlet oxygen-induced membrane disruption and serpin-protease balance in vacuolar-driven cell death, Plant Physiol., 171, 1616-1625, doi: 10.1104/pp.15.02026.

23. Lema Asqui, S., Vercammen, D., Serrano, I., Valls, M., Rivas, S., et al. (2018) AtSERPIN1 is an inhibitor of the metacaspase AtMC1-mediated cell death and autocatalytic processing in planta, New Phytol., 218, 1156-1166, doi: 10.1111/nph.14446.

24. Vercammen, D., Belenghi, B., van de Cotte, B., Beunens, T., Gavigan, J. A., et al. (2006) Serpin1 of Arabidopsis thaliana is a suicide inhibitor for metacaspase 9, J. Mol. Biol., 364, 625-636, doi: 10.1016/j.jmb.2006.09.010.

25. Yoo, B. C., Aoki, K., Xiang, Y., Campbell, L. R., Hull, R. J., et al. (2000) Characterization of Cucurbita maxima phloem serphin-1 (CmPS-1). A developmentally regulated elastase inhibitor, J. Biol. Chem., 275, 35122-35128, doi: 10.1074/jbc.M006060200.

26. Alvarez-Alfageme, F., Maharramov, J., Carrillo, L., Vandenabeele, S., Vercammen, D., et al. (2011) Potential use of a serpin from arabidopsis for pest control, PLoS One, 6, e20278, doi: 10.1371/journal.pone.0020278.

27. Cohen, M., Davydov, O., and Fluhr, R. (2019) Plant serpin protease inhibitors: Specificity and duality of function, J. Exp. Bot., 70, 2077-2085, doi: 10.1093/jxb/ery460.

28. Tolstyko, E. A., Lezzhov, A. A., Pankratenko, A. V., Serebryakova, M. V., Solovyev, A. G., and Morozov, S. Y. (2020) Detection and in vitro studies of Cucurbita maxima phloem serpin-1 RNA-binding properties, Biochimie, 170, 118-127, doi: 10.1016/j.biochi.2020.01.006.

29. Kehr, J., and Kragler, F. (2018) Long distance RNA movement, New Phytol., 218, 29-40, doi: 10.1111/nph.15025.

30. Petersen, M. L. C., Hejgaard, J., Thompson, G. A., and Schulz, A. (2005) Cucurbit phloem serpins are graft-transmissible and appear to be resistant to turnover in the sieve element-companion cell complex, J. Exp. Bot., 56, 3111-3120, doi: 10.1093/jxb/eri308.

31. Tolstyko, E. A., Lezzhov, A. A., Morozov, S. Y., and Solovyev, A. G. (2020) Phloem transport of structured RNAs: a widening repertoire of trafficking signals and protein factors, Plant Sci., 299, 110602, doi: 10.1016/j.plantsci.2020.110602.

32. Atabekova, A. K., Pankratenko, A. V., Makarova, S. S., Lazareva, E. A., Owens, R. A., et al. (2017) Phylogenetic and functional analyses of a plant protein related to human B-cell receptor-associated proteins, Biochimie, 132, 28-37, doi: 10.1016/j.biochi.2016.10.009.

33. Makarova, S. S., Solovyev, A. G., and Morozov, S. Y. (2014) RNA-binding properties of the plant protein Nt-4/1, Biochemistry, 79, 717-726, doi: 10.1134/S000629791407013X.

34. Asmari, M., Ratih, R., Alhazmi, H. A., El Deeb, S. (2018) Thermophoresis for characterizing biomolecular interaction, Methods, 146, 107-119, doi: 10.1016/j.ymeth.2018.02.003.

35. Vinogradova, D. S., Zegarra, V., Maksimova, E., Nakamoto, J. A., Kasatsky, P., et al. (2020) How the initiating ribosome copes with ppGpp to translate mRNAs, PLoS Biol., 18, e3000593, doi: 10.1371/journal.pbio.3000593.

36. Andrews, S. (2010) FastQC: a quality control tool for high throughput sequence data. Available online at: http://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc.

37. Jühling, F., Mörl, M., Hartmann, R. K., Sprinzl, M., Stadler, P. F., and Pütz, J. (2009) tRNAdb 2009: compilation of tRNA sequences and tRNA genes, Nucleic Acids Res., 37, D159-D162, doi: 10.1093/nar/gkn772.

38. Langmead, B., and Salzberg, S. L. (2012) Fast gapped-read alignment with Bowtie 2, Nat. Methods, 9, 357-359, doi: 10.1038/nmeth.1923.

39. Langmead, B., Wilks, C., Antonescu, V., and Charles, R. (2019) Scaling read aligners to hundreds of threads on general-purpose processors, Bioinformatics, 35, 421-432, doi: 10.1093/bioinformatics/bty648.

40. Kim, D., Paggi, J. M., Park, C., Bennett, C., and Salzberg, S. L. (2019) Graph-based genome alignment and genotyping with HISAT2 and HISAT-genotype, Nat. Biotechnol., 37, 907-915, doi: 10.1038/s41587-019-0201-4.

41. Dobin, A., Davis, C. A., Schlesinger, F., Drenkow, J., Zaleski, C., et al. (2013) STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner, Bioinformatics, 29, 15-21, doi: 10.1093/bioinformatics/bts635.

42. Anders, S., Pyl, P. T., and Huber, W. (2014) HTSeq – a Python framework to work with high-throughput sequencing data, bioRxiv, 002824, doi: 10.1101/002824.

43. Chojnowski, G., Waleń, T., and Bujnicki, J. M. (2014) RNA Bricks – a database of RNA 3D motifs and their interactions, Nucleic Acids Res., 42, D123-31, doi: 10.1093/nar/gkt1084.

44. Leontis, N. B., Lescoute, A., and Westhof, E. (2006) The building blocks and motifs of RNA architecture, Curr. Opin. Struct. Biol., 16, 279-287, doi: 10.1016/j.sbi.2006.05.009.

45. Gaupels, F., and Ghirardo, A. (2013) The extrafascicular phloem is made for fighting, Front. Plant Sci., 4, 187, doi: 10.3389/fpls.2013.00187.

46. Gettins, P. G. W., and Olson, S. T. (2016) Inhibitory serpins. New insights into their folding, polymerization, regulation and clearance, Biochem. J., 473, 2273-2293, doi: 10.1042/BCJ20160014.

47. Whisstock, J. C., Pike, R. N., Jin, L., Skinner, R., Pei, X. Y., et al. (2000) Conformational changes in serpins: II. The mechanism of activation of antithrombin by heparin, J. Mol. Biol., 301, 1287-1305, doi: 10.1006/jmbi.2000.3982.

48. Rezaie, A. R. (1998) Calcium enhances heparin catalysis of the antithrombin-factor Xa reaction by a template mechanism: evidence that calcium alleviates Gla domain antagonism of heparin binding to factor Xa, J. Biol. Chem., 273, 16824-16827, doi: 10.1074/jbc.273.27.16824.

49. Li, W., Johnson, D. J. D., Esmon, C. T., and Huntington, J. A. (2004) Structure of the antithrombin-thrombin-heparin ternary complex reveals the antithrombotic mechanism of heparin, Nat. Struct. Mol. Biol., 11, 857-862, doi: 10.1038/nsmb811.