БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 5, с. 629–642

УДК 577.2

Активности химически синтезированного пептида, который кодируется РНК-предшественником miR156A и консервативен в растениях семейства Brassicaceae

© 2021 Т.Н. Ерохина 1, Д.Ю. Рязанцев 1, Л.В. Самохвалова 1, А.А. Можаев 1, А.Н. Орса 1, С.К. Завриев 1, С.Ю. Морозов 2*morozov@belozersky.msu.ru

1 Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 117997 Москва, Россия

2 НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия

Поступила в редакцию 25.01.2021
После доработки 03.03.2021
Принята к публикации 03.03.2021

DOI: 10.31857/S032097252105002X

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: микроРНК, первичные транскрипты микроРНК, трансляция РНК-транскриптов микроРНК, короткие рамки трансляции, регуляция транскрипции, импорт белков в ядро, ДНК-связывающие пептиды.

Аннотация

Недавние исследования показали, что в растениях первичные транскрипты некоторых генов miRNA (pri-miRNA) способны экспрессировать короткие белки (пептиды) размером от 12–15 до 30–40 а.о. Эти пептиды, названные miPEP, могут участвовать в регуляции транскрипции собственных pri-miRNA и сохраняют биологическую активность при экзогенном введении в растения через корневую систему. Используя биоинформатический сравнительный анализ последовательностей РНК-транскриптов и геномов растений, нами ранее была обнаружена новая группа miPEP (miPEP-156a), которая кодируется первичными транскриптами pri-miR156a у нескольких десятков видов из семейства Brassicaceae. Экзогенные химически синтезированные пептиды miPEP-156a способны эффективно проникать в проростки растений через корневую систему и распространяться по растению локально и системно в листьях молодых проростков. При этом наблюдается морфологический эффект, заключающийся в ускоренном росте основного корня проростка. Параллельно наблюдается позитивный эффект на уровне экспрессии pri-miR156a. Важно, что с эффектами на морфологическом и молекулярном уровнях коррелирует способность пептида быстро проникать в ядра клеток и связываться in vitro как с хроматином, так и с ДНК. В настоящей работе была экспериментально установлена вторичная структура пептида и показано изменение этой структуры в комплексе с ДНК.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Исследования выполнены при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект № 19-04-00174-а).

Благодарности

Авторы благодарят Игнатову Анастасию Александровну (ИБХ РАН) за помощь в экспериментах по измерению вторичной структуры пептида с помощью метода кругового дихроизма.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Wang, J., Mei, J., and Ren, G. (2019) Plant microRNAs: biogenesis, homeostasis, and degradation, Front. Plant Sci., 10, 1-12, doi: 10.3389/fpls.2019.00360.

2. Bartel, D. P. (2004) MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function, Cell, 116, 281-297, doi: 10.1016/s0092-8674(04)00045-5.

3. Rogers, K., and Chen, X. (2013) Biogenesis, turnover, and mode of action of plant microRNAs, Plant Cell, 25, 2383-2399, doi: 10.1105/tpc.113.113159.

4. Yu, Y., Jia, T., and Chen, X. (2017) The ‘how’ and ‘where’ of plant microRNAs, New Phytol., 216, 1002-1017, doi: 10.1111/nph.14834.

5. Song, X., Li, Y., Cao, X., and Qi, Y. (2019) MicroRNAs and their regulatory roles in plant–environment interactions, Annu. Rev. Plant Biol., 70, 489-525, doi: 10.1146/annurev-arplant-050718-100334.

6. Liu, H., Yu, H., Tang, G., and Huang, T. (2018) Small but powerful: function of microRNAs in plant development, Plant Cell Rep., 37, 515-528, doi: 10.1007/s00299-017-2246-5.

7. Budak, H., and Akpinar, B. A. (2015) Plant miRNAs: biogenesis, organization and origins, Funct. Integr. Genomics, 15, 523-531, doi: 10.1007/s10142-015-0451-2.

8. Fukudome, A., and Fukuhara, T. (2017) Plant dicer-like proteins: double-stranded RNA-cleaving enzymes for small RNA biogenesis, J. Plant Res., 130, 33-44, doi: 10.1007/s10265-016-0877-1.

9. Zhang, H., Xia, R., Meyers, B. C., and Walbot, V. (2015) Evolution, functions, and mysteries of plant ARGONAUTE proteins, Curr. Opin. Plant Biol., 27, 84-90, doi: 10.1016/j.pbi.2015.06.011.

10. Tavormina, P., De Coninck, B., Nikonorova, N., De Smet, I., and Cammue, B. P. (2015) The plant peptidome: an expanding repertoire of structural features and biological functions, Plant Cell, 27, 2095-2118, doi: 10.1105/tpc.15.00440.

11. Zanetti, M. E., Chang, I. F., Gong, F., Galbraith, D. W., and Bailey-Serres, J. (2005) Immunopurification of polyribosomal complexes of Arabidopsis for global analysis of gene expression, Plant Physiol., 138, 624-635, doi: 10.1104/pp.105.059477.

12. Juntawong, P., Girke, T., Bazin, J., and Bailey-Serres, J. (2014) Translational dynamics revealed by genome-wide profiling of ribosome footprints in Arabidopsis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 111, E203-212, doi: 10.1073/pnas.1317811111.

13. Zhu, S., Wang, J., He, Y., Meng, N., and Yan, G.-R. (2018) Peptides/proteins encoded by non-coding RNA: a novel resource bank for drug targets and biomarkers, Front. Pharmacol., 9, 1295, doi: 10.3389/fphar.2018.01295.

14. Hellens, R. P., Brown, C. M., Chisnall, M. A. W., Waterhouse, P. M., and Macknight, R. C. (2016) The emerging world of small ORFs, Trends Plant Sci., 21, 317-328, doi: 10.1016/j.tplants.2015.11.005.

15. Li, L. J., Leng, R. X., Fan, Y. G., Pan, H. F., and Ye, D. Q. (2017) Translation of noncoding RNAs: focus on lncRNAs, pri-miRNAs, and circRNAs, Exp. Cell Res., 361, 1-8, doi: 10.1016/j.yexcr.2017.10.010.

16. Chen, Q. J., Deng, B. H., Gao, J., Zhao, Z. Y., Chen, Z. L., et al. (2020) A miRNA-encoded small peptide, vvi-miPEP171d1, regulates adventitious root formation, Plant Physiol., 183, 656-670, doi: 10.1104/pp.20.00197.

17. Yeasmin, F., Yada, T., and Akimitsu, N. (2018) Micropeptides encoded in transcripts previously identified as long noncoding RNAs: a new chapter in transcriptomics and proteomics, Front. Genet., 9, 144, doi: 10.3389/fgene.2018.00144.

18. Lauressergues, D., Couzigou, J. M., Clemente, H. S., Martinez, Y., Dunand, C., et al. (2015) Primary transcripts of microRNAs encode regulatory peptides, Nature, 520, 90-93, doi: 10.1038/nature14346.

19. Couzigou, J. M., André, O., Guillotin, B., Alexandre, M., Combier, J. P. (2016) Use of microRNA-encoded peptide miPEP172c to stimulate nodulation in soybean, New Phytol., 211, 379-381, doi: 10.1111/nph.13991.

20. Ram, M. K., Mukherjee, K., and Pandey, D. M. (2019) Identification of miRNA, their targets and miPEPs in peanut (Arachishypogaea L.), Comput. Biol. Chem., 83, 107100, doi: 10.1016/j.compbiolchem.2019.107100.

21. Couzigou, J. M., Lauressergues, D., Bécard, G., and Combier, J. P. (2015) miRNA-encoded peptides (miPEPs): a new tool to analyze the roles of miRNAs in plant biology, RNA Biol., 12, 1178-1180, doi: 10.1080/15476286.2015.1094601.

22. Morozov, S. Y., Ryazantsev, D. Y., and Erokhina, T. N. (2019) Bioinformatics analysis of the novel conserved micropeptides encoded by the plants of family Brassicaceae, J. Bioinform. Syst. Biol., 2, 066-077, doi: 10.26502/jbsb.5107009.

23. Czechowski, T., Stitt, M., Altmann, T., Udvardi, M. K., and Scheible, W. R. (2005) Genome-wide identification and testing of superior reference genes for transcript normalization in Arabidopsis, Plant Physiol., 139, 5-17, doi: 10.1104/pp.105.063743.

24. Simon, P. (2003) Q-Gene: processing quantitative real-time RT-PCR data, Bioinformatics, 19, 1439-1440, doi: 10.1093/bioinformatics/btg157.

25. Witus, L. S., and Francis, M. (2010) Site-specific protein bioconjugation via a pyridoxal 5′-phosphate-mediated N-terminal transamination reaction, Curr. Protoc. Chem. Biol., 2, 125-134, doi: 10.1002/9780470559277.ch100018.

26. Liu, R., and Hu, J. (2013) DNABind: a hybrid algorithm for DNA-binding residue prediction by combining machine learning and template-based approaches, Proteins Struct. Funct. Bioinform., 81, 1888-1899, doi: 10.1002/prot.24330.

27. Rakitina, D. V., Taliansky, M., Brown, J. W. S., and Kalinina, N. O. (2011) Two RNA-binding sites in plant fibrillarin provide interactions with various RNA substrates, Nucleic Acids Res., 39, 8869-8880, doi: 10.1093/nar/gkr594.

28. Kim, W., Kim, H. E., Jun, A. R., Jung, M. G., Jin, S., et al. (2016) Structural determinants of miR156a precursor processing in temperature-responsive flowering in Arabidopsis, J. Exp Bot., 67, 4659-4670, doi: 10.1093/jxb/erw248.

29. Yu, N., Niu, Q. W., Ng, K. H., and Chua, N. H. (2015) The role of miR156/SPLs modules in Arabidopsis lateral root development, Plant J., 83, 673-685, doi: 10.1111/tpj.12919.

30. Lv, S., Pan, L., and Wang, G. (2016) Commentary: primary transcripts of microRNAs encode regulatory peptides, Front Plant Sci., 22, 1436, doi: 10.3389/fpls.2016.01436.

31. Shahin-Kaleybar, B., Niazi, A., Afsharifar, A., Nematzadeh, G., Yousefi, R., et al. (2020) Isolation of cysteine-rich peptides from Citrullus colocynthis, Biomolecules, 10, E1326, doi: 10.3390/biom10091326.

32. Brosnan, C. A., Sarazin, A., Lim, P., Bologna, N. G., Hirsch-Hoffmann, M., and Voinnet, O. (2019) Genome-scale, single-cell-type resolution of microRNA activities within a whole plant organ, EMBO J., 38, e100754, doi: 10.15252/embj.2018100754.

33. Ormancey, M., Le Ru, A., Duboé, C., Jin, H., Thuleau, P., et al. (2020) Internalization of miPEP165a into Arabidopsis roots depends on both passive diffusion and endocytosis-associated processes, Int. J. Mol. Sci., 21, 2266, doi: 10.3390/ijms21072266.

34. Sorokin, A. V., Kim, E. R., Ovchinnikov, L. P. (2007) Nucleocytoplasmic transport of proteins, Biochemistry (Moscow), 72, 1439-1457, doi: 10.1134/s0006297907130032.

35. Merkle, T. (2011) Nucleo-cytoplasmic transport of proteins and RNA in plants, Plant Cell Rep., 30, 153-176, doi: 10.1007/s00299-010-0928-3.

36. Gizak, A., Maciaszczyk-Dziubinska, E., Jurowicz, M., and Rakus, D. (2009) Muscle FBPase is targeted to nucleus by its 203-KKKGK-207 sequence, Proteins, 77, 262-267, doi: 10.1002/prot.22506.

37. Lanctot, C., Cheutin, T., Cremer, M., Cavalli, G., and Cremer, T. (2007) Dynamic genome architecture in the nuclear space: regulation of gene expression in three dimensions, Nat. Rev. Genet., 8, 104-115, doi: 10.1038/nrg2041.

38. Bennetzen, M. V., Larsen, D. H., Bunkenborg, J., Bartek, J., Lukas, J., and Andersen, J. S. (2010) Site-specific phosphorylation dynamics of the nuclear proteome during the DNA damage response, Mol. Cell. Proteomics, 9, 1314-1323, doi: 10.1074/mcp.M900616-MCP200.

39. Lai, X., Verhage, L., Hugouvieux, V., and Zubieta, C. (2018) Pioneer factors in animals and plants-colonizing chromatin for gene regulation, Molecules, 23, 1914-1936, doi: 10.3390/molecules23081914.

40. Lone, I. N., Shukla, M. S., Charles Richard, J. L., Peshev, Z. Y., Dimitrov, S., et al. (2013) Binding of NF-kB to nucleosomes: effect of translational positioning, nucleosome remodeling and linker histone H1, PLoS Genet., 9, e1003830, doi: 10.1371/journal.pgen.1003830.

41. Horikoshi, N., Kujirai, T., Sato, K., Kimura, H., and Kurumizaka, H. (2019) Structure-based design of an H2A.Z.1 mutant stabilizing a nucleosome in vitro and in vivo, Biochem. Biophys. Res. Commun., 515, 719-724, doi: 10.1016/j.bbrc.2019.06.012.

42. Van der Lee, R., Buljan, M., Lang, B., Weatheritt, R. J., Daughdrill, G. W., et al. (2014) Classification of intrinsically disordered regions and proteins, Chem. Rev., 114, 6589-6631, doi: 10.1021/cr400525m.

43. Peng, Z., and Kurgan, L. (2015) High-throughput prediction of RNA, DNA and protein binding regions mediated by intrinsic disorder, Nucleic Acids Res., 43, e121, doi: 10.1093/nar/gkv585.

44. Wang, C., Uversky, V. N., and Kurgan, L. (2016) Disordered nucleiome: Abundance of intrinsic disorder in the DNA- and RNA-binding proteins in 1121 species from Eukaryota, Bacteria and Archaea, Proteomics, 16, 1486-1498, doi: 10.1002/pmic.201500177.

45. Sabari, B. R., Dall’Agnese, A., Boija, A., Klein, I. A., Coffey, E. L., et al. (2018) Coactivator condensation at super-enhancers links phase separation and gene control, Science, 361, earr3958, doi: 10.1126/science.aar3958.

46. Quirolo, Z. B., Sequeira, M. A., Martins, J. C., and Dodero, V. I. (2019) Sequence-specific DNA binding by noncovalent peptide – azocyclodextrin dimer complex as a suitable model for conformational fuzziness, Molecules, 24, 2508-2528, doi: 10.3390/molecules24132508.

47. Miskei, M., Gregus, A., Sharma, R., Duro, N., Zsolyomi, F., and Fuxreiter, M. (2017) Fuzziness enables context dependence protein interactions, FEBS Lett., 591, 2682-2695, doi: 10.1002/1873-3468.12762.

48. Wright, P. E., and Dyson, H. J. (2009) Linking folding and binding, Curr. Opin. Struct. Biol., 19, 31-38, doi: 10.1016/j.sbi.2008.12.003.

49. Sharma, A., Badola, P. K., Bhatia, C., Sharma, D., and Trivedi, P. K. (2020) Primary transcript of miR858 encodes regulatory peptide and controls flavonoid biosynthesis and development in Arabidopsis, Nat. Plants, 6, 1262-1274, doi: 10.1038/s41477-020-00769-x.