БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 4, с. 607–614

УДК 541.14

Влияние детергентов и осмолитов на термостабильность нативных и мутантных реакционных центров Rhodobacter sphaeroides

© 2021 Т.Ю. Фуфина *, Л.Г. Васильева

Институт фундаментальных проблем биологии РАН, ФИЦ ПНЦБИ РАН, 142290 Пущино, Московская область, Россия; электронная почта: tat-fufina@yandex.ru

Поступила в редакцию 07.12.2020
После доработки 18.02.2021
Принята к публикации 24.02.2021

DOI: 10.31857/S0320972521040126

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: реакционный центр фотосинтеза, термостабильность мембранных белков, детергенты, осмолиты, трегалоза, холат натрия, Rhodobacter sphaeroides.

Аннотация

Фотосинтетический реакционный центр (РЦ) пурпурной бактерии Rhodobacter sphaeroides является одним из наиболее изученных трансмембранных пигмент-белковых комплексов. Он относительно стабилен, известны условия для его выделения из мембран, очистки и хранения. Однако при внесении аминокислотных замен в белковую структуру этого РЦ нередко наблюдается значительное снижение стабильности комплекса. Это выражается в падении выхода РЦ при его выделении и очистке, а также влияет на спектральные свойства РЦ при хранении и может приводить к гетерогенности образцов. С целью оптимизации условий работы с мутантными РЦ было исследовано влияние различных детергентов и осмолитов на устойчивость комплекса к повышенным температурам. Показано, что трегалоза и в меньшей степени сахароза, мальтоза и гидроксиэктоин в концентрации 1 М замедляют термальную денатурацию РЦ. Также продемонстрировано, что холат натрия оказывает значительный стабилизирующий эффект на структуру как нативных, так и генетически модифицированных РЦ. Использование холата натрия в качестве детергента для растворения РЦ имеет ряд преимуществ и может быть рекомендовано для хранения и изучения мутантных мембранных комплексов пурпурных бактерий в длительных экспериментах.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена в рамках госзадания АААА-А17-117030110140-5 (направленный мутагенез реакционных центров), а также при частичной финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований, проект № 17-00-00207 и № 17-00-00218 (К) (изучение термостабильности реакционных центров).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Статья не содержит описания каких-либо исследований с использованием людей и животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Bayley, H., and Jayasinghe, L. (2004) Functional engineered channels and pores (review), Mol. Membr. Biol., 21, 209-220, doi: 10.1080/09687680410001716853.

2. Reimhult, E., and Kumar, K. (2008) Membrane biosensor platforms using nano- and microporous supports, Trends Biotechnol., 26, 82-89, doi: 10.1016/j.tibtech.2007.11.004.

3. Singh, V. K., Ravi, S. K., Ho, J. W., Wong, J. K. C., Jones, M. R., and Tan, S. C. (2018) Biohybrid photoprotein-semiconductor cells with deep-lying redox shuttles achieve a 0.7 V photovoltage, Adv. Funct. Mater., 28, 1703689, doi: 10.1002/adfm.201703689.

4. Le Maire, M., Champeil, P., and Moller, J. V. (2000) Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents, Biochim. Biophys. Acta, 1508, 86-111, doi: 10.1016/s0304-4157(00)00010-1.

5. Roy, A. (2015) Membrane preparation and solubilization, Methods Enzymol., 557, 45-56, doi: 10.1016/bs.mie.2014.11.044.

6. Sadaf, A., Cho K. H., Byrne, B., and Chae, P. S. (2015) Amphipathic agents for membrane protein study, Methods Enzymol., 557, 57-94, doi: 10.1016/bs.mie.2014.12.021.

7. Gall, B., and Scheer, H. (1998) Stabilization of photosystem II reaction centers: influence of bile salt detergents and low pH, FEBS Lett., 431, 161-166, doi: 10.1016/s0014-5793(98)00739-x.

8. Odahara, T. (2004) Stability and solubility of integral membrane proteins from photosynthetic bacteria solubilized in different detergents, Biochim. Biophys. Acta, 1660, 80-92, doi: 10.1016/j.bbamem.2003.11.003.

9. Breibeck, J., and Rompel, A. (2019) Successful amphiphiles as the key to crystallization of membrane proteins: Bridging theory and practice, Biochim. Biophys. Acta Gen. Subj., 1863, 437-455, doi: 10.1016/j.bbagen.2018.11.004.

10. Francia, F., Dezi, M., Mallardi, A., Palazzo, G., Cordone, L., and Venturoli, G. (2008) Protein matrix coupling/ uncoupling in “dry” systems of photosynthetic reaction center embedded in trehalose/sucrose: the origin of trehalose peculiarity, J. Am. Chem. Soc., 130, 10240-10246, doi: 10.1021/ja801801p.

11. Jain, N. K., and Roy, I. (2010) Trehalose and protein stability, Curr. Protoc. Protein Sci., 59, 4.9.1-4.9.12, doi: 10.1002/0471140864.ps0409s59.

12. Ohtake, S., and Wang, Y. J. (2011) Trehalose: current use and future applications, J. Pharm. Sci., 100, 2020-2053, doi: 10.1002/jps.22458.

13. Мамедов М. Д., Петрова И. О., Яныкин Д. В., Заспа А. А., Семенов А. Ю. (2015) Влияние трегалозы на выделение кислорода и перенос электрона в комплексах фотосистемы 2, Биохимия, 80, 79-86, doi: 10.1134/S0006297915010071.

14. Yanykin, D. V., Malferrari, M., Rapino, S., Venturoli, G., Semenov, A. Yu., and Mamedov, M. D. (2019) Hydroxyectoine protects Mn-depleted photosystem II against photoinhibition acting as a source of electrons, Photosynth. Res., 141, 165-179, doi: 10.1007/s11120-019-00617-w.

15. Allen, J. P., Feher, G., Yeates, T. O., Komiya, H., and Rees, D. S. (1987) Structure of reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: the cofactors, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 5730-5734, doi: 10.1073/pnas.84.16.5730.

16. Jones, M.R. (2008) Structural plasticity of reaction centers from purple bacteria, in The Purple Phototrophic Bacteria (Hunter, C. N., Daldal, F., Thurnauer, M. C., J. Beatty, N., eds) Springer, pp. 295-321.

17. Леонова М. М., Фуфина Т. Ю., Шувалов В. А., Васильева Л. Г. (2014) Исследование пигмент-белковых взаимодействий в фотосинтетическом реакционном центре пурпурных бактерий. Глава в кн. Современные проблемы фотосинтеза, том. 1 (под ред. Аллахвердиева С.И., Рубина А.Б., Шувалова В.А.), Ижевский Институт компьютерных исследований, Москва–Ижевск, с. 157-196.

18. Васильева Л. Г., Фуфина Т. Ю., Габдулхаков А. Г., Шувалов В. А. (2015) Разные последствия одинаковых симметричных мутаций вблизи димера бактериохлорофилла в реакционном центре Rhodobacter sphaeroides, Биохимия, 80, 767-774, doi: 10.1134/S0006297915060012.

19. Фуфина Т. Ю., Васильева Л. Г., Шувалов В. А. (2010) Исследование стабильности мутантного фотосинтетического реакционного центра Rhodobacter sphaeroides I(L177)H и установление местоположения бактериохлорофилла, ковалентно связанного с белком, Биохимия, 75, 256-263, doi: 10.1134/s0006297910020112.

20. Kawate, T., and Gouaux, E. (2006) Fluorescence-detection size-exclusion chromatography for precrystallization screening of integral membrane proteins, Structure, 14, 673-681, doi: 10.1016/j.str.2006.01.013.

21. Holden-Dye, K., Crouch, L. I., Williams, C. M., Bone, R. A., Cheng, J., et al. (2011) Opposing structural changes in two symmetrical polypeptides bring about opposing changes to the thermal stability of a complex integral membrane protein, Arch. Biochem. Biophys., 505, 160-170, doi: 10.1016/j.abb.2010.09.029.

22. Хатыпов Р. А., Васильева Л. Г., Фуфина Т. Ю., Болгарина Т. И., Шувалов В. А. (2005) Влияние замещения изолейцина L177 гистидином на пигментный состав и свойства реакционных центров пурпурной бактерии Rhodobacter sphaeroides, Биохимия, 70, 1527-1533, doi: 10.1007/s10541-005-0256-3.

23. Fufina, T. Y., Vasilieva, L. G., Khatypov, R. A., Shkuropatov, A. Y., and Shuvalov, V. A. (2007) Substitution of isoleucine L177 by histidine in Rhodobacter sphaeroides reaction center results in the covalent binding of PA bacteriochlorophyll to the L subunit, FEBS Lett., 581, 5769-5773, doi: 10.1016/j.febslet.2007.11.032.

24. Dezi, M., Francia, F., Mallardi, A., Colafemmina, G., Palazzo, G., and Venturoli, G. (2007) Stabilization of charge separation and cardiolipin confinement in antenna-reaction center complexes purified from Rhodobacter sphaeroides, Biochim Biophys Acta, 1767, 1041-56, doi: 10.1016/j.bbabio.2007.05.006.

25. Lippert, K., and Galinski, E. A. (1992) Enzyme stabilization by ectoine-type compatible solutes, Appl. Microbiol. Biotechnol., 37, 61-65, doi: 10.1007/BF00174204.

26. Vasilieva, L. G., Fufina, T. Y., Gabdulkhakov, A. G., Leonova, M. M., Khatypov, R. A., and Shuvalov, V. A. (2012) The site-directed mutation I(L177)H in Rhodobacter sphaeroides reaction center affects coordination of P(A) and B(B) bacteriochlorophylls, Biochim. Biophys. Acta, 1817, 1407-1417, doi: 10.1016/j.bbabio.2012.02.008.

27. Hughes, A. V., Rees, P., Heathcote, P., and Jones, M. R. (2006) Kinetic analysis of the thermal stability of the photosynthetic reaction center from Rhodobacter sphaeroides, Biophys. J., 90, 4155-4166.

28. Yanykin, D. V., Khorobrykh, A. A., Mamedov, M. D., and Klimov, V. V. (2015) Trehalose stimulation of photoinduced electron transfer and oxygen photoconsumption in Mn-depleted photosystem 2 membrane fragments, J. Photochem. Photobiol. B Biol., 152, 279-285, doi: 10.1016/j.jphotobiol.2015.08.033.

29. Fernandez, O., Bethencourt, L., Quero, A., Sangwan, R. S., and Clement, C. (2010) Trehalose and plant stress responses: friend or foe, Trends Plant Sci., 15, 409-417, doi: 10.1016/j.tplants.2010.04.004.

30. Malferrari, M., Francia, F., and Venturoli, G. (2015) Retardation of protein dynamics by trehalose in dehydrated systems of photosynthetic reaction centers. Insights from electron transfer and thermal denaturation kinetics, J. Phys. Chem. B, 119, 13600-13618, doi: 10.1021/acs.jpcb.5b02986.

31. Francia, E., Malferrari, M., SacquinMora, S., and Venturoli, G. (2009) Charge recombination kinetics and protein dynamics in wild type and carotenoidless bacterial reaction centers: studies in trehalose glasses, J. Phys. Chem., 113, 10389-10398, doi: 10.1021/jp902287y.

32. Rautter, J., Lendzian, F., Lubitz, W., Wang, S., and Allen, J. P. (1994) Comparative study of reaction centers from photosynthetic purple bacteria: electron paramagneticresonance and electron nuclear double resonance spectroscopy, Biochemistry, 33, 12077-12084, doi: 10.1021/bi00206a010.

33. Маслова, В. А., Киселев, М. А. (2018) Структура мицелл холата натрия, Кристаллография, 63, 446-450, doi: 10.7868/S0023476118030141.