БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 4, с. 575–583

УДК 577.151

Гетерологичная экспрессия эндо-ксантаназы Thermogutta terrifontis в Penicillium verruculosum: выделение и первичная характеристика фермента

© 2021 Ю.А. Денисенко 1*, О.Г. Короткова 1, И.Н. Зоров 1,2, А.М. Рожкова 1,2, М.В. Семенова 1, А.Г. Ельченинов 1, И.В. Кубланов 1, А.П. Синицын 1,2

Федеральный исследовательский центр «Основы фундаментальной биотехнологии» Российской академии наук, 119071 Москва, Россия; электронная почта: denisenkoyura@mail.ru

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультет, 119991 Москва, Россия

Поступила в редакцию 10.11.2020
После доработки 29.12.2020
Принята к публикации 29.12.2020

DOI: 10.31857/S0320972521040096

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: эндо-ксантаназа, Thermogutta terrifontis, Penicillium verruculosum, гетерологичная экспрессия, деструкция ксантана.

Аннотация

С помощью экспрессионной системы на основе реципиентного штамма Penicillium verruculosum 537 (ΔniaD) и промотора гена целлобиогидролазы 1 был создан штамм-продуцент гетерологичной эндо-ксантаназы из термофильного планктомицета Thermogutta terrifontis. Методами жидкостной хроматографии была выделена гомогенная эндо-ксантаназа с молекулярной массой 23,7 кДа (pI 6,5). Фермент обладал способностью к деструкции ксантана, а также проявлял активность по отношению к КМ-целлюлозе, β-глюкану, курдлану, лихенану, ламинарину, галактоманнану, ксилоглюкану и не гидролизовал п-нитрофенильные производные β-D-глюкозы, маннозы и целлобиозы. Температурный оптимум эндо-ксантаназы составил 55 °C, оптимум pH – 4,0; фермент проявлял 90% от максимальной активности в диапазоне температуры 50–60 °C и pH 3–5.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (Государственное задание 0104-2019-0009).

Благодарности

Работа выполнена с использованием научного оборудования ЦКП «Промышленные биотехнологии» и АЦКП «Биоинженерия» ФИЦ Биотехнологии РАН.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Janson, P., Kenne, L., and Lindberg, B. (1975) Structure of extracellular polysaccharide from Xanthamonas campestris, Carbohydr. Res., 45, 275-282, doi: 10.1016/s0008-6215(00)85885-1.

2. Santos, V. E., Casas, J. A., and Go, E. (2000) Xanthan gum: production, recovery, and properties, Biotechnol. Adv., 18, 549-579, doi: 10.1016/s0734-9750(00)00050-1.

3. Benny, I. S., Gunasekar, V., and Ponnusami, V. (2014) Review on application of xanthan gum in drug delivery, Int. J. Pharmtech Res., 6, 1322-1326.

4. Nankai, H., Hashimoto, W., Miki, H., Kawai, S., and Murata, K. (1999) Microbial system for polysaccharide depolymerization: enzymatic route for xanthan depolymerization by Bacillus sp. strain GL1, Appl. Environ. Microbiol., 65, 2520-2526.

5. Liu, H., Huang, Ch., Dong, W., Du, Y., Bai, X., and Li, X. (2005) Biodegradation of xanthan by newly isolated Cellulomonas sp. LX, releasing elicitor-active xantho-oligosaccharides-induced phytoalexin synthesis in soybean cotyledons, Process Biochemistry, 40, 3701-3706.

6. Cadmus, M., Jackson, L., Kermita, A., Burton, E., Plattner, R., and Slodki, M. (1981) Biodegradation ofxanthan gum by Bacillus sp., Appl. Environ. Microbiol., 44, 5-11.

7. Elcheninov, A. G., Menzel, P., Soley Gudbergsdottir, R., Slesarev, A. I., Kadnikov, V. V., et al. (2017) Sugar metabolism of the first thermophilic planctomycete Thermogutta terrifontis: comparative genomic and transcriptomic approaches, Front. Microbiol., 8, 2140, doi: 10.3389/fmicb.2017.02140.

8. Yang, F., Li, H., Sun, J., Guo, X., Zhang, X., et al. (2019) Novel endotype xanthanase from xanthan-degrading Microbacterium sp. strain XT11, Appl. Environ. Microbiol., 85, doi: 10.1128/AEM.01800-18.

9. Moroz, O. V., Jensen, P. F., McDonald, S. P., McGregor, N., Blagova, E., Comamala, G., et al. (2018) Structural dynamics and catalytic properties of a multi-modular xanthanase, ACS Catal., 8, 6021-6034.

10. Slobodkina, G. B., Kovaleva, O. L., Miroshnichenko, M. L., Slobodkin, A. I., Kolganova, T. V., et al. (2014) Thermogutta terrifontis gen. nov., sp. nov. and Thermogutta hypogea sp. nov., thermophilic anaerobic representatives of the phylum Planctomycetes, Int. J. System. Evol. Microbiol., 65, 760-765, doi: 10.1099/ijs.0.000009.

11. Aslanidis, C., and de Jong, P. J. (1990) Ligation-independent cloning of PCR products (LIC-PCR), Nucleic Acids Res., 18, 6069-6074.

12. Sambrook, J., and Russell, D. (2001) Molecular Cloning, a Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory.

13. Aleksenko, A., Makarova, N., Nikolaev, I., and Clutterbuc, K. A. (1995) Integrative and replicative transformation of Penicillium canescens with a heterologous nitrate-reductase gene, Curr. Genet., 28, 474-478.

14. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. (1991) Справочник биохимика, Мир, Москва, c. 544.

15. Somogyi, M. (1952) A new reagent for the determination of sugars, J. Biol. Chem., 195, 19-23.

16. Синицын А. П., Гусаков А. В., Черноглазов В. М. (1995) Биоконверсия лигноцеллюлозных материалов. Учебн. пособие, Изд-во МГУ, Москва, с. 224.