БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 3, с. 443–450

УДК 617.713

Митохондриальный антиоксидант SkQ1 повышает эффективность гипотермической консервации роговицы

© 2021 Г.С. Батурина 1,2, Л.Е. Каткова 1, И.Г. Пальчикова 2,3, Н.Г. Колосова 1, Е.И. Соленов 1,2,4*, И.А. Искаков 5

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, 630090 Новосибирск, Россия; электронная почта: eugsol@bionet.nsc.ru

Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, 630090 Новосибирск, Россия

Конструкторско-технологический институт научного приборостроения Сибирского отделения Российской академии наук, 630058 Новосибирск, Россия

Новосибирский государственный технический университет, 630087 Новосибирск, Россия

НМИЦ Межотраслевой научно-технический комплекс «Микрохирургия глаза им. акад. С.Н. Федорова» Минздрава России, Новосибирский филиал, 630096 Новосибирск, Россия

Поступила в редакцию 28.07.2020
После доработки 16.10.2020
Принята к публикации 16.10.2020

DOI: 10.31857/S032097252103012X

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: эндотелий роговицы, гипотермическая консервация, SkQ1, внутриклеточный натрий.

Аннотация

Одной из основных причин слепоты в мире являются заболевания роговицы, лечение тяжёлых форм которых основано на кератопластике. Успех лечения зависит от жизнеспособности трансплантата роговицы, определяющейся эффективностью восстановления функций эндотелия после консервации, что делает актуальной разработку методов объективной оценки сохранности эндотелия и совершенствования консервационных сред. Проведено исследование влияния гипотермической консервации на равновесную концентрацию внутриклеточного натрия в клетках эндотелия роговицы, устанавливающуюся в них после прекращения консервации, и зависимости этого параметра от присутствия в консервационной среде митохондриального антиоксиданта SkQ1. Оценивали влияние SkQ1 на внутриклеточную концентрацию натрия в клетках эндотелия роговицы глаза свиньи после гипотермической консервации при 4 °С длительностью 1, 5 и 10 дней в стандартном растворе Eusol-C. Концентрацию внутриклеточного натрия определяли с помощью флуоресцентного красителя Sodium Green в препаратах клеток эндотелия. Флуоресцентные изображения клеток анализировали, используя оригинальную программу «CytoDynamics». В контрольных образцах после 10 дней гипотермической консервации выявлено значительное повышение концентрации внутриклеточного натрия в клетках эндотелия роговицы и снижение проницаемости для натрия их плазматических мембран. Консервация роговицы в присутствии 1 нМ SkQ1 приводила к установлению более низкого по сравнению с контролем уровня равновесной концентрации внутриклеточного натрия при температуре 37 °С, снижения проницаемости плазматических мембран не наблюдалось. Таким образом, SkQ1 повышает способность клеток эндотелия к восстановлению концентрации внутриклеточного натрия, что делает перспективным его использование для повышения сохранности функциональной компетентности клеток эндотелия роговицы при гипотермической консервации.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (гранты №№ 19-08-00874 и 20-015-00147-а) и бюджетного финансирования по государственному заданию (проект № 0259-2021-0016).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все применимые международные, национальные и/или институциональные принципы ухода и использования животных были соблюдены.

Список литературы

1. Maghsoudlou, P., Sood, G., and Akhondi, H. (2020) Cornea transplantation, in StatPearls [Internet], StatPearlsPublishing, Treasure Island (FL).

2. Bourne, W. M. (1998) Clinical estimation of corneal endothelial pump function, Trans. Am. Ophthalmol. Soc., 96, 229-239.

3. Riley, M. V., Winkler, B. S., and Starnes, C. A. (1998) Regulation of corneal endothelial barrier function by adenosine, cyclic AMP, and protein kinases, Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 39, 2076.

4. Bonanno, J. A. (2012) Molecular mechanisms underlying the corneal endothelial pump, Exp. Eye Res., 95, 2-7, doi: 10.1016/j.exer.2011.06.004.

5. Schmedt, T., Silva, M. M., Ziaei, A., and Jurkunas, U. (2012) Molecular bases of corneal endothelial dystrophies, Exp. Eye Res., 95, 24-34, doi: 10.1016/j.exer.2011.08.002.

6. Kuang, K., Li, Y., Yiming, M., Sánchez, J. M., Iserovich, P., et al. (2004) Intracellular [Na+], Na+ pathways, and fluid transport in cultured bovine corneal endothelial cells,Exp. Eye. Res., 79, 93-103, doi: 10.1016/j.exer.2004.02.014.

7. Riley, M., Winkler, B., Czajkowski, C., and Peters, M. (1995) The roles of bicarbonate and CO2 in transendothelial fluid movement and control of corneal thickness, Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 36, 103-112.

8. Bonanno, J. A. (2003) Identity and regulation of ion transport mechanisms in the corneal endothelium, Prog. Retin Eye Res., 22, 69-94, doi: 10.1016/s1350-9462(02)00059-9.

9. Bonanno, J. A., Guan, Y., Jelamskii, S., and Kang, X. J. (1999) Apical and basolateral CO2-HCO3- permeability in cultured bovine corneal endothelial cells, Am. J. Physiol., 277, C545-C553, doi: 10.1152/ajpcell.1999.277.3.C545.

10. Baturina, G. S., Pal’chikova, I. G., Konev, A. A., Smirnov, E. S., Katkova, L. E., et al. (2018) Examining effects of hypothermic conservation on sodium level in corneal graft endothelial cells [in Russian], Vavilovskiy Zhurnal Genetiki i Selektsii, 22, 433-437, doi: 10.18699/VJ18.379.

11. Baturina, G. S., Katkova, L. E., Pal’chikova, I. G., Solenov, E. I., and Iskakov, I. A. (2019) New approaches to examining functional activity of endothelial cells in corneal preparations [in Russian], Sovremennye Tekhnologii v Oftal’mologii, 5, 262-265, doi: 10.25276/2312-4911-2019-5-262-265.

12. Wei, Y., Troger, A., Spahiu, V., Spahiu, V., Perekhvatova, N., et al. (2019) The role of SKQ1 (Visomitin) in inflammation and wound healing of the ocular surface, Ophthalmol. Ther., 8, 63-73, doi: 10.1007/s40123-018-0158-2.

13. Brzheskiy, V. V., Efimova, E. L., Vorontsova, T. N., Alekseev, V. N., gusarevich, O. G., et al. (2015) Results of a multicenter, randomized, double-masked, placebo-controlled clinical study of the efficacy and safety of Visomitin eye drops in patients with dry eye syndrome, Adv. Ther., 32, 1263-1279, doi: 10.1007/s12325-015-0273-6.

14. Silachev, D. N., Plotnikov, E. Y., Pevzner, I. B., Zorova, L. D., Balakireva, A. V., et al. (2018) Neuroprotective effects of mitochondria-targeted plastoquinone in a rat model of neonatal hypoxic-ischemic brain injury, Molecules, 23, 1871, doi: 10.3390/molecules23081871.

15. Solenov, E. I. (2008) Cell volume and sodium content in rat kidney collecting duct principal cells during hypotonic shock, J. Biophys., 2008, 420963, doi: 10.1155/2008/420963.

16. Ilyaskin, A. V., Karpov, D. I., Medvedev, D. A., Ershov, A. P., Baturina, G. S., et al. (2014) Quantitative estimation of transmembrane ion transport in rat renal collecting duct principal cells, Gen. Physiol. Biophys., 33, 13-28, doi: 10.4149/gpb_2013063.

17. Ilyackin, A. V., Batupina, G. C., Medvedev, D. A., Epshov, A. P., Colenov, E. I. (2011) Examining reaction of renal collecting duct main cells to hypotonic shock. Experiment and mathematical modeling [in Russian], Biofizika, 56, 550-560, doi: 10.1134/S0006350911030092.

18. Palchikova, I. G., Smirnov, E. S., and Konev, A. A. (2017) Analyses of DNA image cytometry uncertainty caused by diffractive blurring, Appl. Mech. Mater., 870, 369-374, doi: 10.4028/www.scientific.net/AMM.870.369.

19. Winslow, J. L., Cooper, R. L., and Atwood, H. L. (2002) Intracellular ionic concentration by calibration from fluorescence indicator emission spectra, its relationship to the K(d), F(min), F(max) formula, and use with Na-Green for presynaptic sodium, J. Neurosci. Methods., 118, 163-175, doi: 10.1016/s0165-0270(02)00100-0.

20. Maycock, N. J., and Marshall, J. (2014) Genomics of corneal wound healing: a review of the literature, Acta Ophthalmol., 92, e170-e184, doi: 10.1111/aos.12227.

21. Edelhauser, H. F. (2000) The resiliency of the corneal endothelium to refractive and intraocular surgery, Cornea, 19, 263–273, doi: 10.1097/00003226-200005000-00002.

22. Joyce, N. C. (2003) Proliferative capacity of the corneal endothelium, Prog. Retin. Eye Res., 22, 359-389, doi: 10.1016/s1350-9462(02)00065-4.

23. Vianna, L. M., Li, H. D., Holiman, J. D., Stoeger, C., Belfort, R. Jr., and Jun, A. S. (2016) Characterization of cryopreserved primary human corneal endothelial cells cultured in human serum-supplemented media, Arq. Bras. Oftalmol., 79, 37-41, doi: 10.5935/0004-2749.20160011.

24. Ptushenko, V. V., Solovchenko, A. E., Bychkov, A. Y., Chivkunova, O. B., Golovin, A. V., et al. (2019) Cationic penetrating antioxidants switch off Mn cluster of photosystem II in situ, Photosynth. Res., 142, 229-240, doi: 10.1007/s11120-019-00657-2.

25. Rokitskaya, T. I., Murphy, M. P., Skulachev, V. P., and Antonenko, Y. N. (2016) Ubiquinol and plastoquinol triphenylphosphonium conjugates can carry electrons through phospholipid membranes, Bioelectrochemistry, 111, 23-30, doi: 10.1016/j.bioelechem.2016.04.009.

26. Antonenko, Y. N., Avetisyan, A. V., Bakeeva, L. E., Chernyak, B. V., Chertkov, V. A., et al. (2008) Mitochondria-targeted plastoquinone derivatives as tools to interrupt execution of the aging program. 1. Cationic plastoquinone derivatives: synthesis and in vitro studies, Biochemistry (Moscow), 73, 1273-1287, doi: 10.1134/s0006297908120018.

27. Saretzki, G., Murphy, M. P., and von Zglinicki, T. (2003) MitoQ counteracts telomere shortening and elongates lifespan of fibroblasts under mild oxidative stress, Aging Cell, 2, 141-143, doi: 10.1046/j.1474-9728.2003.00040.x.