БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 3, с. 422–430

УДК 577.152.1

Характеристика каталитических свойств флавоцитохром с сульфиддегидрогеназы из галоалкалофильной бактерии Thioalkalivibrio paradoxus*

© 2021 Т.В. Тихонова **, А.В. Лильина, Е.М. Осипов, Н.С. Шипков, Н.И. Дергоусова, О.Г. Куликова, В.О. Попов

Федеральный исследовательский центр биотехнологии РАН, 119071 Москва, Россия; электронная почта: ttikhonova@inbi.ras.ru

Поступила в редакцию 25.09.2020
После доработки 23.11.2020
Принята к публикации 23.11.2020

DOI: 10.31857/S0320972521030106

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: сероокисляющие бактерии, флавоцитохром с сульфиддегидрогеназа, тиоцианатдегидрогеназа, ферментативная кинетика.

Аннотация

Флавоцитохром с сульфиддегидрогеназа (FCC) считается одним из основных ферментов дыхательного цикла сероокисляющих бактерий. FCC катализирует окисление сульфид- и полисульфид-ионов до молекулярной серы с переносом электронов на цитохром с. Каталитически активная форма фермента представляет собой нековалентно связанный гетеродимер, состоящий из FAD- и гем-связывающих субъединиц. В геноме бактерии Thioalkalivibrio paradoxus обнаружено 5 копий генов гомологичных FCC со степенью идентичности аминокислотных последовательностей 54–36%. При росте бактерии на тиоцианате или тиосульфате как основных источниках энергии синтезируются продукты разных копий генов FCC. В настоящей работе выделена и охарактеризована FCC, которая синтезируется при росте Tv. paradoxus на тиоцианате. Показано, что FCC окисляет сульфид и не окисляет другие восстановленные соединения серы, такие как тиосульфат, сульфит, тетратионат и молекулярную серу, а также не катализирует обратную реакцию восстановления серы до сульфида. Охарактеризованы кинетические параметры реакции окисления сульфид-иона.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio. msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM20-320, 08.03.2021.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 20-14-00314, характеристика фермента, ферментативная кинетика) и Министерства науки и высшего образования РФ (выделение фермента).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Sorokin, D. Y., Berben, T., Melton, E. D., Overmars, L., Vavourakis, C. D., and Muyzer, G. (2014) Microbial diversity and biogeochemical cycling in soda lakes, Extremophiles, 18, 791-809, doi: 10.1007/s00792-014-0670-9.

2. Sorokin, D. Y., Banciu, H., Robertson, L. A., Kuenen, J. G., Muntyan, M. S., and Muyzer, G. (2013) in The Prokaryotes: Prokaryotic Physiology and Biochemistry (Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., and Thompson, F., eds) Springer, Berlin, pp. 529-554, doi: 10.1007/978-3-642-30141-4_77.

3. Sorokin, D. Y., Kuenen, J. G., and Muyzer, G. (2011) The microbial sulfur cycle at extremely haloalkaline conditions of soda lakes, Front. Microbiol., 2, 44, doi: 10.3389/fmicb.2011.00044.

4. Sorokin, D. Y., and Kuenen, J. G. (2005) Haloalkaliphilic sulfur-oxidizing bacteria in soda lakes, FEMS Microbiol. Rev., 29, 685-702, doi: 10.1016/j.femsre.2004.10.005.

5. Sorokin, D. Y., Tourova, T. P., Lysenko, A. M., and Kuenen, J. G. (2001) Microbial thiocyanate utilization under highly alkaline conditions, Appl. Environ. Microbiol., 67, 528-538, doi: 10.1128/AEM.67.2.528-538.2001.

6. Berben, T., Overmars, L., Sorokin, D.Y., and Muyzer, G. (2017) Comparative genome analysis of three thiocyanate oxidizing Thioalkalivibrio species isolated from soda lakes, Front. Microbiol., 8, 254, doi: 10.3389/fmicb.2017.00254.

7. Berben, T., Balkema, C., Sorokin, D. Y., and Muyzer, G. (2017) Analysis of the genes involved in thiocyanate oxidation during growth in continuous culture of the haloalkaliphilic sulfur-oxidizing bacterium Thioalkalivibrio thiocyanoxidans ARh 2T using transcriptomics, mSystems, 2, e00102-17, doi: 10.1128/mSystems.00102-17.

8. Berben, T., Overmars, L., Sorokin, D. Y., and Muyzer, G. (2019) Diversity and distribution of sulfur oxidation-related genes in Thioalkalivibrio, a genus of chemolithoautotrophic and haloalkaliphilic sulfur-oxidizing bacteria, Front. Microbiol., 10, 160, doi: 10.3389/fmicb.2019.00160.

9. Sorokin, D. Y., Tourova, T. P., Lysenko, A. M., Mityushina, L. L., and Kuenen, J. G. (2002) Thioalkalivibrio thiocyanoxidans sp. nov. and Thioalkalivibrio paradoxus sp. nov., novel alkaliphilic, obligately autotrophic, sulfur-oxidizing bacteria capable of growth on thiocyanate, from soda lakes, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 52, 657-664, doi: 10.1099/00207713-52-2-657.

10. Sorokin, D. Y., Tourova, T. P., Sjollema, K. A., and Kuenen, J. G. (2003) Thialkalivibrio nitratireducens sp. nov., a nitrate-reducing member of an autotrophic denitrifying consortium from a soda lake, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 53, 1779-1783, doi: 10.1099/ijs.0.02615-0.

11. Tikhonova, T. V., Sorokin, D. Y., Hagen, W. R., Khrenova, M. G., Muyzer, G., et al. (2020) Trinuclear copper biocatalytic center forms an active site of thiocyanate dehydrogenase, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 5280-5290, doi: 10.1073/pnas.1922133117.

12. Fukumori, Y., and Yamanaka, T. (1979) Flavocyto-chrome c of Chromatium vinosum. Some enzymatic properties and subunit structure, J. Biochem., 85, 1405-1414, doi: 10.1093/oxfordjournals.jbchem.a132467.

13. Visser, J. M., de Jong, G., Robertson, L. A., and Kuenen, J. G. (1997) A novel membrane-bound flavocytochrome c sulfide dehydrogenase from the colourless sulfur bacterium Thiobacillus sp. W5, Arch. Microbiol., 167, 295-301, doi: 10.1007/s002030050447.

14. Kostanjevecki, V., Brigé, A., Meyer, T. E., Cusanovich, M. A., Guisez, Y., and van Beeumen, J. (2000) A membrane-bound flavocytochrome c-sulfide dehydrogenase from the purple phototrophic sulfur bacterium Ectothiorhodospira vacuolata, J. Bacteriol., 182, 3097-3103, doi: 10.1128/jb.182.11.3097-3103.2000.

15. Chen, Z., Koh, M., Van Driessche, G., Van Beeumen, J., Bartsch, R., et al. (1994) The structure of flavocytochrome c sulfide dehydrogenase from a purple phototrophic bacterium, Science, 266, 430-432, doi: 10.1126/science.7939681.

16. Hirano, Y., Kimura, Y., Suzuki, H., Miki, K., and Wang, Z.-Y. (2012) Structure analysis and comparative characterization of the cytochrome c’ and flavocytochrome c from thermophilic purple photosynthetic bacterium Thermochromatium tepidum, Biochemistry, 51, 6556-6567, doi: 10.1021/bi3005522.

17. Osipov, E. M., Lilina, A. V., Tsallagov, S. I., Safonova, T. N., Sorokin, D. Y., et al. (2018) Structure of the flavocytochrome c sulfide dehydrogenase associated with the copper-binding protein CopC from the haloalkaliphilic sulfur-oxidizing bacterium Thioalkalivibrio paradoxus ARh 1, Acta Cryst., D74, doi: 10.1107/S2059798318005648.

18. Marcia, M., Ermler, U., Peng, G., and Michel, H. (2009) The structure of Aquifex aeolicus sulfide:quinone oxidoreductase, a basis to understand sulfide detoxification and respiration, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106, 9625-9630.

19. Brito, J. A., Sousa, F. L., Stelter, M., Bandeiras, T. M., Vonrhein, C., et al. (2009) Structural and functional insights into sulfide:quinone oxidoreductase, Biochemistry, 48, 5613-5622.

20. Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem., 72, 248-254.

21. He, F. (2011) Laemmli-SDS-PAGE, Bio-101, e80, doi: 10.21769/BioProtoc.80.

22. Rühl, P., Pöll, U., Braun, J., Klingl, A., and Kletzin, A. (2017) A sulfur oxygenase from the haloalkaliphilic bacterium Thioalkalivibrio paradoxus with atypically low reductase activity, J. Bacteriol., 199, e00675-16, doi: 10.1128/JB.00675-16.

23. Ma, K., and Adams, M. W. (1994) Sulfide dehydrogenase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus: a new multifunctional enzyme involved in the reduction of elemental sulfur, J. Bacteriol., 176, 6509-6517, doi: 10.1128/jb.176.21.6509-6517.1994.

24. Alberta Environment and Parks (2015) Development and Validation of Analytical Methods for Elemental Sulfur in Alberta Soils, Prepared by Maxxam Analytics International Corporation for Alberta Environment and Parks, Edmonton, Alberta.

25. Yamanaka, T. (1976) The Subunits of Chlorobium Flavo-cytochrome c, J. Biochem., 79, 655–660, doi: 10.1093/oxfordjournals.jbchem.a131110.

26. Castillo, M., Bih-Show, L., and Ondrias, M. R. (1994) Characterization of flavocytochrome c 552 from the thermophilic photosynthetic bacterium Chromatium tepidum, Arch. Biochem. Biophys., 315, 262-266.

27. Sorokin, D. Yu., de Jong, G. A. H., Robertson, L. A., and Kuenen, G. J. (1998) Purification and characterization of sulfide dehydrogenase from alkaliphilic chemolitho-autotrophic sulfur-oxidizing bacteria, FEBS Lett., 427, 11-14.

28. Cornish-Bowden, A. (2012) Fundamentals of enzyme kinetics, Wiley-Blackwel, Fourth Edition, p. 422.