БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 2, с. 236–247

УДК 57.021

Роль P-гликопротеина в ограничении проницаемости клеточных мембран при окислительном стрессе*

© 2021 А.В. Щулькин **alekseyshulkin@rambler.ru, Ю.В. Абаленихина, И.В. Черных, П.Д. Ерохина, Е.Н. Якушева

Рязанский государственный медицинский университет им. академика И.П. Павлова, 390026 Рязань, Россия

Поступила в редакцию 15.07.2020
После доработки 03.09.2020
Принята к публикации 09.09.2020

DOI: 10.31857/S0320972521020081

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: P-гликопротеин, Nrf2, окислительный стресс, проницаемость биологической мембраны, цитотоксичность пероксида водорода, окислительное повреждение липидов и белков, восстановленные тиолы.

Аннотация

P-гликопротеин является одним из наиболее клинически значимых представителей ABC-транспортеров в силу участия в транспорте биобиотиков и ксенобиотиков через цитоплазматическую мембрану. Известно, что активность и экспрессия P-гликопротеина может изменяться под воздействием различных химических веществ, факторов внешней среды, патологических процессов. В настоящем исследовании была изучена роль P-гликопротеина в ограничении проницаемости цитоплазматических мембран в условиях окислительного стресса. Клетки аденокарциномы ободочной кишки человека (Caco-2), гиперэкспрессирующие данный белок-транспортер, культивировали с пероксидом водорода в питательной среде в концентрациях 0,1–50 мкМ в течение 72 ч. Транспорт субстрата P-гликопротеина фексофенадина через мембрану клеток оценивали в специальных трансвелл-системах. Количество белка-транспортера и транскрипционного фактора Nrf2 анализировали методом иммуноферментного анализа (ИФА). Концентрацию белковых SH-групп, продуктов перекисного окисления липидов и карбонильных производных белков определяли спектрофотометрически. По результатам исследования пероксид водорода в концентрациях 0,1–5 мкМ не оказывал достоверного влияния на изучаемые показатели, однако в концентрации 10 мкМ вызывал снижение уровня белковых SH-групп, что сопровождалось повышением количества Nrf2. Последний, в свою очередь, увеличивал содержание и активность белка-транспортера P-гликопротеина, сдерживающего растущую проницаемость клеточной мембраны. Увеличение концентрации прооксиданта до 50 мкМ вызывало усиление окислительного стресса, что проявлялось снижением уровня SH-групп, повышением концентрации продуктов перекисного окисления липидов, карбонильных производных белков и снижением содержания P-гликопротеина, что в итоге приводило к значительному повышению проницаемости цитоплазматической мембраны. Таким образом, транспортная и защитная роль P-гликопротеина, заключающаяся в ограничении проницаемости клеточной мембраны, зависит от выраженности окислительного стресса и реализуется только при незначительных повреждениях мембран.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM20-223, 18.01.2021.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Президента Российской Федерации для государственной поддержки молодых российских ученых – кандидатов наук МК-1856.2020.7.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Davidson, A. L. (2008) Structure, function, and evolution of bacterial ATP-binding cassette systems, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 72, 317-364, doi: 10.1128/MMBR.00031-07.

2. Vasiliou, V., Vasiliou, K., and Nebert, D. W. (2009) Human ATP-binding cassette (ABC) transporter family, Hum. Genomics, 3, 281-290, doi: 10.1186/1479-7364-3-3-281.

3. Licht, A., and Schneider, E. (2011) ATP binding cassette systems: Structures, mechanisms, and functions, Cent. Eur. J. Biol., 6, 785-801, doi: 10.2478/s11535-011-0054-4.

4. Esser, L., Zhou, F., Pluchino, K. M., Shiloach, J., Ma, J., et al. (2017) Structures of the multidrug transporter P-glycoprotein reveal asymmetric ATP binding and the mechanism of polyspecificity, J. Biol. Chem., 292, 446-461, doi: 10.1074/jbc.M116.755884.

5. Sharom, F. J. (2011) The P-glycoprotein multidrug transporter, Essays Biochem., 50, 161-178, doi: 10.1042/bse0500161.

6. Якушева Е. Н., Титов Д. С. (2018) Структура и функционирование белка множественной лекарственной устойчивости 1, Биохимия, 8, 1148-1172, doi: 10.1134/S0320972518080043.

7. Кукес В. Г., Грачев С. В., Сычев Д. А., Раменская Г. В. (2008) Метаболизм лекарственных средств. Научные основы персонализированной медицины: руководство для врачей?, Гэотар-Медиа, Москва, 304 с.

8. Juliano, R. L., and Ling, V. (1976) A surface glycoprotein modulating drug permeability in Chinese hamster ovary cell mutants, Biochem. Biophis. Acta, 455, 155-162, doi: 10.1016/0005-2736(76)90160-7.

9. Pokharel, D., Roseblade, A., Oenarto, V., Lu, J. F., and Bebawy, M. (2017) Proteins regulating the intercellular transfer and function of P-glycoprotein in multidrug-resistant cancer, Ecancermedicalscience, 11, e768, doi: 10.3332/ecancer.2017.768.

10. Borst, P., and Schinkel, A. H. (2013) P-glycoprotein ABCB1: a major player in drug handling by mammals, J. Clin. Invest., 23, 4131-4133, doi: 10.1172/JCI70430.

11. Yano, K., Tomono, T., and Ogihara, T. (2018) Advances in studies of P-glycoprotein and its expression regulators, Biol. Pharm. Bull., 41, 11-19, doi: 10.1248/bpb.b17-00725.

12. Van der Paal, J., Neyts, E. C., Verlackt, C. C. W., and Bogaerts, A. (2016) Effect of lipid peroxidation on membrane permeability of cancer and normal cells subjected to oxidative stress, Chem. Sci., 7, 489-498, doi: 10.1039/C5SC02311D.

13. Raghunath, A., Sundarraj, K., Nagarajan, R., Arfuso, F., Bian, J., Kumar, A. P., Sethi, G., and Perumala, E. (2018) Antioxidant response elements: Discovery, classes, regulation and potential applications, Redox. Biol., 17, 297-314, doi: 10.1016/j.redox.2018.05.002.

14. Wu, B., Li, H. X., Lian, J., Guo, Y. J., Tang, Y. H., Chang, Z. J., Hu, L. F., Zhao, G. J., Hong, G. L., and Lu, Z. Q. (2019) Nrf2 overexpression protects against paraquat induced A549 cell injury primarily by upregulating P glycoprotein and reducing intracellular paraquat accumulation, Exp. Ther. Med., 17, 1240-1247, doi: 10.3892/etm.2018.7044.

15. Якушева Е. Н., Щулькин А. В., Черных И. В., Попова Н. М., Котлярова А. А., Слепнев А. А. (2019) Метод анализа принадлежности лекарственных веществ к субстратам и ингибиторам белка-транспортера гликопротеина-Р in vitro, Обзоры по клинической фармакологии и лекарственной терапии, 17, 71-78, doi: 10.17816/RCF17171-78.

16. Tolosa, L., Donato, M. T., and Gómez-Lechón, M. J. (2015) General cytotoxicity assessment by means of the MTT assay, Methods Mol. Biol., 1250, 333-348, doi: 10.1007/978-1-4939-2074-7_26.

17. Tinnikov, A. A., and Samuels, H. H. (2013) A novel cell lysis approach reveals that caspase-2 rapidly translocates from the nucleus to the cytoplasm in response to apoptotic stimuli, PLoS One, 8, e61085, doi: 10.1371/journal.pone.0061085.

18. Boschi-Muller, S., Azza, S., Sanglier-Cianferani, S., Talfournier, F., Dorsselear, A. V., and Branlant, G. (2000) A sulfenic acid enzyme intermediate is involved in the catalytic mechanism of peptide methionine sulfoxide reductase from Escherichia coli, J. Biol. Chem., 275, 35908-35913, doi: 10.1074/jbc.M006137200.

19. Ellman, L. G. (1959) Tissue sulfhydryl groups, Arch. Biochem. Biophys., 82, 70-77, doi: 10.1016/0003-9861(59)90090-6.

20. Gérard-Monnier, D., Erdelmeier, I., Régnard, K., Moze-Henry, N., Yadan, J. C., Chaudière, J. (1998) Reactions of 1-methyl-2-phenylindole with malondialdehyde and 4-hydroxyalkenals. Analytical applications to a colorimetric assay of lipid peroxidation, Chem. Res. Toxicol., 11, 1176-1183, doi: 10.1021/tx9701790.

21. Weber, D., Davies, M. J., and Grunea, T. (2015) Determination of protein carbonyls in plasma, cell extracts, tissue homogenates, isolated proteins: focus on sample preparation and derivatization conditions, Redox Biol., 5, 367-380, doi: 10.1016/j.redox.2015.06.005.

22. Petri, N., Tannergren, C., Rungstad, D., and Lennernäs, H. (2004) Transport characteristics of fexofenadine in the Caco-2 cell model, Pharmac. Res., 21, 1398-1404, doi: 10.1023/B:PHAM.0000036913.90332.b1.

23. Elsby, R., Surry, D. D., Smith, V. N., and Gray, A. J. (2008) Validation and application of Caco-2 assays for the in vitro evaluation of development candidate drugs as substrates or inhibitors of P-glycoprotein to support regulatory submissions, Xenobiotica, 38, 1140-1164, doi: 10.1080/00498250802050880.

24. Ерохина П. Д., Абаленихина Ю. В., Щулькин А. В., Черных И. В., Попова Н. М., Слепнев А. А., Якушева Е. Н. (2020) Изучение влияния прогестерона на активность гликопротеина-Р in vitro, Российский медико-биологический вестник имени академика И.П. Павлова, 28, 135-142, doi: 10.23888/PAVLOVJ2020282135-142.

25. Lennicke, C., Rahn, J., Lichtenfels, R., Wessjohann, L. A., and Seliger, B. (2015) Hydrogen peroxide – production, fate and role in redox signaling of tumor cells, Cell Commun. Signal., 13, e39, doi: 10.1186/s12964-015-0118-6.

26. Thakkar, N., Slizgi, J. R., and Brouwer, K. L. R. (2017) Effect of liver disease on hepatic transporter expression and function, J. Pharm Sci., 106, 2282-2294, doi: 10.1016/j.xphs.2017.04.053.

27. Grewal, G. K., Kukal, S., Kanojia, N., Saso, L., Kukreti, Sh., and Kukreti, R. (2017) Effect of oxidative stress on ABC transporters: contribution to epilepsy pharmacoresistance, Molecules, 22, e365, doi: 10.3390/molecules22030365.

28. Aryal, M., Fischer, K., Gentile, C., Gitto, S., Zhang, Y.-Z., and McDannold, N. (2017) Effects on P-glycoprotein expression after blood-brain barrier disruption using focused ultrasound and microbubbles, PLoS One, 3, e0166061, doi: 10.1371/journal.pone.0166061.

29. Rodrigues, O., Reshetnyak, G., Grondin, A., Saijo ,Y., Leonhardt, N., Maurel Ch., and Verdoucq, L. (2017) Aquaporins facilitate hydrogen peroxide entry into guard cells to mediate ABA- and pathogen-triggered stomatal closure, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 114, 9200-9205, doi: 10.1073/pnas.1704754114.

30. Sies, H. (2017) Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: oxidative eustress, Redox Biol., 11, 613-619, doi: 10.1016/j.redox.2016.12.035.

31. Smirnoff, N., and Arnaud, D. (2019) Hydrogen peroxide metabolism and functions in plants, New Phytol., 2, 1197-1214, doi: 10.1111/nph.15488.

32. Vogelsang, L., and Dietz, K.-J. (2020) Regulatory thiol oxidation in chloroplast metabolism, oxidative stress response and environmental signaling in plants, Biochem. J., 477, 1865-1878, doi:10.1042/BCJ20190124.

33. Poole, L.B. (2015) The basics of thiols and cysteines in redox biology and chemistry, Free Radic. Biol. Med., 1, 148-157, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2014.11.013.

34. Kang, K. A., and Hyun, J. W. (2017) Oxidative stress, Nrf2, and epigenetic modification contribute to anticancer drug resistance, Toxicol. Res., 33, 1-5, doi: 10.5487/TR.2017.33.1.001.

35. Wen, Zh., Liu, W., Li, X., Chen, W., Liu, J., Wen, Zh., and Liu, Zh. (2019) A protective role of the NRF2-Keap1 pathway in maintaining intestinal barrier function, Oxid. Med. Cell. Longev., e1759149, doi: 10.1155/2019/1759149.

36. Itri, R., Junqueira, H. C., Mertins, O., and Baptista, M. S. (2014) Membrane changes under oxidative stress: the impact of oxidized lipids, Biophys. Rev., 6, 47-61, doi: 10.1007/s12551-013-0128-9.

37. Yoon, D. S., Choi, Y., and Lee, J. W. (2016) Cellular localization of NRF2 determines the self-renewal and osteogenic differentiation potential of human MSCs via the P53–SIRT1 axis, Cell Death Dis., 7, e2093, doi: 10.1038/cddis.2016.3.

38. Fromm, M. F. (2004) Importance of P-glycoprotein at blood–tissue barriers, Trends Pharmacol. Sci., 25, 423-429, doi: 10.1016/j.tips.2004.06.002.

39. Wang, G.-X., Wang, D.-W., Liu, Y., and Ma, Y.-H. (2016) Intractable epilepsy and the P-glycoprotein hypothesis, Int. J. Neurosci., 126, 385-392, doi: 10.3109/00207454.2015.1038710.