БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 1, с. 125–144

УДК 576.311; 571.27

Электрометрическое изучение с временным разрешением перехода F→O цитохром c-оксидазы. Влияние ионов Zn2+ на положительной стороне мембраны

© 2021 С.А. Силецкий 1*, Р.Б. Геннис 2

НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия; электронная почта: siletsky@belozersky.msu.ru

Университет Иллинойса, факультет биохимии, Урбана-Шампэйн, 61801 Иллинойс, США

Поступила в редакцию 05.10.2020
После доработки 12.12.2020
Принята к публикации 12.12.2020

DOI: 10.31857/S0320972521010103

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: цитохром c-оксидаза, ионы цинка, протеолипосомы, электрогенный, протонный насос, цитохром aa3, Rhodobacter sphaeroides.

Аннотация

Влияние ионов Zn2+ на P-сторону протеолипосом, содержащих встроенную в мембрану цитохром c-оксидазу из Rhodobacter sphaeroides, было изучено с помощью метода электрометрии с временным разрешением при введении одного электрона в фермент, переведенный предварительно в состояние F. Вместе с ферментом дикого типа также были изучены две его мутантные формы: N139D и D132N. Все полученные данные свидетельствуют о том, что первичное влияние Zn2+, добавленного на P-сторону мембраны, заключается в ингибировании скорости высвобождения перекачиваемого протона из сайта загрузки протонов (PLS) в объемную водную фазу на P-стороне мембраны. Эти результаты позволяют определенно говорить о том, что есть два пути, по которым перекачиваемый протон может покинуть белок из PLS, а также то, что есть два отдельных сайта связывания ионов Zn2+. Представлена модель, объясняющая влияние Zn2+ на кинетику образования мембранного потенциала СОХ дикого типа, а также её мутантных форм N139D и D132N.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Выполнение данной работы было поддержано Российским Научным Фондом (грант № 19-14-00063).

Благодарности

Авторы благодарны Илье Олейникову за техническое содействие в изготовлении рисунка 10. Авторы выражают благодарность анонимным рецензентам, особенно рецензенту 2 и рецензенту 3.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов в финансовой и какой-либо иной области.

Соблюдение этических норм

В настоящей статье нет описания работ, проведенных авторами с участием людей или использованием животных в качестве объектов исследования.

Дополнительная информация

Эта работа посвящена памяти профессора А.А. Константинова, выдающегося ученого, вдохновляющего коллеги, учителя и очень хорошего друга.

Работы по изучению влияния ионов цинка на активность цитохромоксидазы и образование мембранного потенциала были начаты в лаборатории A.A. Kонстантинова в начале 2000-х годов. Влияние Zn2+ на митохондриальную цитохромоксидазу описано в работах A.A. Константинова и соавторов [24, 30], его вклад и достижения в этой области были высоко оценены, они мотивировали и вдохновляли нас в этой работе.

A.A. Константинов любил и науку, и музыку и обогащал жизнь всех, с кем общался. Он сыграл большую роль в расшифровке механизма генерации мембранного потенциала цитохром с оксидазой, используя различные умные стратегии. Его мышление было ясным и критичным. Научные дискуссии с его участием были очень яркими и полезными.

Р.Б. Геннис выражает глубокую признательность и благодарность Саше за посещение его лаборатории в Урбане, штат Иллинойс (США) и дальнейшие продолжительные визиты. Он был желанным гостем у нас дома и мои дети его очень любили, у них тоже остались очень теплые воспоминания о Саше. Мы также разделяли общий интерес к фильмам и книгам. После его ухода в наших душах образовалась большая пустота, и его очень нам не хватает.

Список литературы

1. Ferguson-Miller, S., and Babcock, G. T. (1996) Heme/copper terminal oxidases, Chem. Rev., 7, 2889-2907.

2. Siletsky, S. A. (2013) Steps of the coupled charge translocation in the catalytic cycle of cytochrome c oxidase, Front. Biosci. (Landmark Ed), 18, 36-57.

3. Borisov, V. B., and Siletsky, S. A. (2019) Features of organization and mechanism of catalysis of two families of terminal oxidases: heme-copper and bd-type, Biochemistry (Moscow), 84, 1390-1402, doi: 10.1134/S0006297919110130.

4. Wikstrom, M. (1977) Proton pump coupled to cytochrome c oxidase in mitochondria, Nature, 266, 271-273.

5. Iwata, S., Ostermeier, C., Ludwig, B., and Michel, H. (1995) Structure at 2.8 Å resolution of cytochrome c oxidase from Paracoccus denitrificans, Nature, 376, 660-669.

6. Tsukihara, T., Aoyama, H., Yamashita, E., Takashi, T., Yamaguichi, H., et al. (1996) The whole structure of the 13-subunit oxidized cytochrome c oxidase at 2.8 Å, Science, 272, 1136-1144.

7. Svensson-Ek, M., Abramson, J., Larsson, G., Tornroth, S., Brzezinski, P., and Iwata, S. (2002) The X-ray crystal structures of wild-type and EQ(I-286) mutant cytochrome c oxidases from Rhodobacter sphaeroides., J. Mol. Biol., 321, 329-339.

8. Konstantinov, A. A., Siletsky, S., Mitchell, D., Kaulen, A., and Gennis, R. B. (1997) The roles of the two proton input channels in cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides probed by the effects of site-directed mutations on time resolved electrogenic intraprotein proton transfer, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 9085-9090.

9. Siletsky, S. A., Pawate, A. S., Weiss, K., Gennis, R. B., and Konstantinov, A. A. (2004) Transmembrane charge separation during the ferryl-oxo → oxidized transition in a non-pumping mutant of cytochrome c oxidase., J. Biol. Chem., 279, 52558-52565.

10. Han, D., Namslauer, A., Pawate, A. S., Morgan, J. E., Nagy, S., et al. (2006) Replacing Asn207 by aspartate at the neck of the D channel in the aa3-type cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides results in decoupling the proton pump, Biochemistry, 45, 14064-14074.

11. Siletsky, S. A., Zhu, J., Gennis, R. B., and Konstantinov, A. A. (2010) Partial steps of charge translocation in the nonpumping N139L mutant of Rhodobacter sphaeroides cytochrome c oxidase with a blocked D-channel, Biochemistry, 49, 3060-3073, doi: 10.1021/bi901719e.

12. Proshlyakov, D. A., Pressler, M. A., DeMaso, C., Leykam, J. F., DeWitt, D. L., and Babcock, G. T. (2000) Oxygen activation and reduction in respiration: involvement of redox-active tyrosine 244, Science, 290, 1588-1591.

13. Siletsky, S. A., and Konstantinov, A. A. (2012) Cytochrome c oxidase: charge translocation coupled to single-electron partial steps of the catalytic cycle, Biochim. Biophys. Acta, 1817, 476-488, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.08.003.

14. Siletsky, S. A., Borisov, V. B., and Mamedov, M. D. (2017) Photosystem II and terminal respiratory oxidases: molecular machines operating in opposite directions, Front. Biosci. (Landmark Ed), 22, 1379-1426.

15. Shirey, K., Stover, K. R., Cleary, J., Hoang, N., and Hosler, J. (2016) Membrane-anchored cyclic peptides as effectors of mitochondrial oxidative phosphorylation, Biochemistry, 55, 2100-2111, doi: 10.1021/acs.biochem.5b01368.

16. Frederickson, C. J., and Bush, A. I. (2001) Synaptically released zinc: physiological functions and pathological effects, Biometals, 14, 353-366, doi: 10.1023/a:1012934207456.

17. Fudge, D. H., Black, R., Son, L., LeJeune, K., and Qin, Y. (2018) Optical recording of Zn(2+) dynamics in the mitochondrial matrix and intermembrane space with the GZnP2 sensor, ACS Chem. Biol., 13, 1897-1905, doi: 10.1021/acschembio.8b00319.

18. Sheline, C. T., Behrens, M. M., and Choi, D. W. (2000) Zinc-induced cortical neuronal death: contribution of energy failure attributable to loss of NAD(+) and inhibition of glycolysis, J. Neurosci., 20, 3139-3146.

19. Gazaryan, I. G., Krasnikov, B. F., Ashby, G. A., Thorneley, R. N., Kristal, B. S., and Brown, A. M. (2002) Zinc is a potent inhibitor of thiol oxidoreductase activity and stimulates reactive oxygen species production by lipoamide dehydrogenase, J. Biol. Chem., 277, 10064-10072, doi: 10.1074/jbc.M108264200.

20. Sharpley, M. S., and Hirst, J. (2006) The inhibition of mitochondrial complex I (NADH:ubiquinone oxidoreductase) by Zn2+, J. Biol. Chem., 281, 34803-34809, doi: 10.1074/jbc.M607389200.

21. Link, T. A., and von Jagow, G. (1995) Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group, J. Biol. Chem., 270, 25001-25006, doi: 10.1074/jbc.270.42.25001.

22. Schulte, M., Mattay, D., Kriegel, S., Hellwig, P., and Friedrich, T. (2014) Inhibition of Escherichia coli respiratory complex I by Zn(2+), Biochemistry, 53, 6332-6339, doi: 10.1021/bi5009276.

23. Mills, D. A., Schmidt, B., Hiser, C., Westley, E., and Ferguson-Miller, S. (2002) Membrane potential-controlled inhibition of cytochrome c oxidase by zinc, J. Biol. Chem., 277, 14894-14901.

24. Kuznetsova, S. S., Azarkina, N. V., Vygodina, T. V., Siletsky, S. A., and Konstantinov, A. A. (2005) Zink ions as cytochrome c oxidase inhibitors: two sites of action, Biochemistry (Moscow), 70, 128-136.

25. Lee, H. J., and Adelroth, P. (2013) The heme-copper oxidase superfamily shares a Zn2+-binding motif at the entrance to a proton pathway, FEBS Lett., 587, 770-774, doi: 10.1016/j.febslet.2013.01.069.

26. Aagaard, A., and Brzezinski, P. (2001) Zinc ions inhibit oxidation of cytochrome c oxidase by oxygen, FEBS Lett., 494, 157-160.

27. Francia, F., Giachini, L., Boscherini, F., Venturoli, G., Capitanio, G., et al. (2007) The inhibitory binding site(s) of Zn2+ in cytochrome c oxidase, FEBS Lett., 581, 611-616.

28. Kannt, A., Ostermann, T., Muller, H., and Ruitenberg, M. (2001) Zn2+ binding to the cytoplasmic side of Paracoccus denitrificans cytochrome c oxidase selectively uncouples electron transfer and proton translocation, FEBS Lett., 503, 142-146.

29. Nicholls, P., and Singh, A. P. (1988) Effect of zinc on proteoliposomal cytochrome oxidase. Life Sci. Adv. (Biochemistry, Delhi), 7, 321-326.

30. Vygodina, T. V., Zakirzyanova, W., and Konstantinov, A. A. (2008) Inhibition of membrane-bound cytochrome c oxidase by zinc ions: High-affinity Zn(2+)-binding site at the P-side of the membrane, FEBS Lett., 582, 4158-4162.

31. Faxen, K., Salomonsson, L., Adelroth, P., and Brzezinski, P. (2006) Inhibition of proton pumping by zinc ions during specific reaction steps in cytochrome c oxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 388-394.

32. Mitchell, D. M., and Gennis, R. B. (1995) Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni2+-NTA affinity chromatography, FEBS Lett., 368, 148-150.

33. Siletsky, S., Kaulen, A. D., and Konstantinov, A. A. (1999) Resolution of electrogenic steps coupled to conversion of cytochrome c oxidase from the peroxy to the ferryl-oxo state, Biochemistry, 38, 4853-4861.

34. Siletskiy, S., Soulimane, T., Azarkina, N., Vygodina, T. V., Buse, G., et al. (1999) Time-resolved generation of membrane potential by ba3 cytochrome c oxidase from Thermus thermophilus. Evidence for reduction-induced opening of the binuclear centre, FEBS Lett., 457, 98-102.

35. Azarkina, N., Siletsky, S., Borisov, V., von Wachenfeldt, C., Hederstedt, L., and Konstantinov, A. A. (1999) A cytochrome bb′-type quinol oxidase in Bacillus subtilis strain 168, J. Biol. Chem., 274, 32810-32817.

36. Siletsky, S. A., Belevich, I., Wikstrom, M., Soulimane, T., and Verkhovsky, M. I. (2009) Time-resolved OH→EH transition of the aberrant ba3 oxidase from Thermus thermophilus, Biochim. Biophys. Acta, 1787, 201-205.

37. Siletsky, S. A., Belevich, I., Belevich, N. P., Soulimane, T., and Verkhovsky, M. I. (2011) Time-resolved single-turnover of caa3 oxidase from Thermus thermophilus. Fifth electron of the fully reduced enzyme converts OH into EH state, Biochim. Biophys. Acta, 1807, 1162-1169, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.006.

38. Siletsky, S. A., Zaspa, A. A., Poole, R. K., and Borisov, V. B. (2014) Microsecond time-resolved absorption spectroscopy used to study CO compounds of cytochrome bd from Escherichia coli, PLoS One, 9, e95617, doi: 10.1371/journal.pone.0095617.

39. Siletsky, S. A., Rappaport, F., Poole, R. K., and Borisov, V. B. (2016) Evidence for fast electron transfer between the high-spin haems in cytochrome bd-I from Escherichia coli, PLoS One, 11, e0155186, doi: 10.1371/journal.pone.0155186.

40. Drachev, L. A., Jasaitis, A. A., Kaulen, A. D., Kondrashin, A. A., Liberman, E. A., et al. (1974) Direct measurement of electric current generation by cytochrome oxidase, H+-ATPase and bacteriorhodopsin, Nature, 249, 321-324.

41. Zaslavsky, D., Kaulen, A., Smirnova, I. A., Vygodina, T. V., and Konstantinov, A. A. (1993) Flash-induced membrane potential generation by cytochrome c oxidase, FEBS Lett., 336, 389-393.

42. Zaslavsky, D. L., Smirnova, I. A., Siletsky, S. A., Kaulen, A. D., Millett, F., and Konstantinov, A. A. (1995) Rapid kinetics of membrane potential generation by cytochrome c oxidase with the photoactive Ru(II)-tris-bipyridyl derivative of cytochrome c as electron donor, FEBS Lett., 359, 27-30.

43. Siletsky, S. A., Belevich, I., Jasaitis, A., Konstantinov, A. A., Wikstrom, M., Soulimane, T., and Verkhovsky, M. I. (2007) Time-resolved single-turnover of ba3 oxidase from Thermus thermophilus, Biochim. Biophys. Acta, 1767, 1383-1392, doi: 10.1016/j.bbabio.2007.09.010.

44. Siletsky, S. A., Belevich, I., Soulimane, T., Verkhovsky, M. I., and Wikstrom, M. (2013) The fifth electron in the fully reduced caa(3) from Thermus thermophilus is competent in proton pumping, Biochim. Biophys. Acta, 1827, 1-9, doi: 10.1016/j.bbabio.2012.09.013.

45. Kalaidzidis, Y. L., Gavrilov, A. V., Zaitsev, P. V., Korolev, E. V., and Kalaidzidis, A. L. (1997) PLUK- an environment for software development, Progr. Comp. Soft., 23, 206-211.

46. Mamedov, M. D., Tyunyatkina, A. A., Siletsky, S. A., and Semenov, A. Y. (2006) Voltage changes involving photosystem II quinone-iron complex turnover, Eur. Biophys. J., 35, 647-654.

47. Siletsky, S. A., Mamedov, M. D., Lukashev, E. P., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., et al. (2016) Electrogenic steps of light-driven proton transport in ESR, a retinal protein from Exiguobacterium sibiricum, Biochim. Biophys. Acta, 1857, 1741-1750, doi: 10.1016/j.bbabio.2016.08.004.

48. Siletsky, S. A., Mamedov, M. D., Lukashev, E. P., Balashov, S. P., Dolgikh, D. A., et al. (2019) Elimination of proton donor strongly affects directionality and efficiency of proton transport in ESR, a light-driven proton pump from Exiguobacterium sibiricum, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1860, 1-11, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.09.365.

49. Siletsky, S. A., Belevich, I., Belevich, N. P., Soulimane, T., and Wikstrom, M. (2017) Time-resolved generation of membrane potential by ba3 cytochrome c oxidase from Thermus thermophilus coupled to single electron injection into the O and OH states, Biochim. Biophys. Acta, 1858, 915-926, doi: 10.1016/j.bbabio.2017.08.007.

50. Medvedev, D. M., Medvedev, E. S., Kotelnikov, A. I., and Stuchebrukhov, A. A. (2005) Analysis of the kinetics of the membrane potential generated by cytochrome c oxidase upon single electron injection., Biochim. Biophys. Acta, 1710, 47-56.

51. Siletsky, S. A., Han, D., Brand, S., Morgan, J. E., Fabian, M., et al. (2006) Single-electron photoreduction of the PM intermediate of cytochrome c oxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 1122-1132, doi: 10.1016/j.bbabio.2006.07.003.

52. Vygodina, T. V., and Konstantinov, A. A. (1988) H2O2-induced conversion of cytochrome c oxidase peroxy complex to oxoferryl state, Ann. NY Acad. Sci., 550, 124-138.

53. Sugitani, R., and Stuchebrukhov, A. A. (2009) Molecular dynamics simulation of water in cytochrome c oxidase reveals two water exit pathways and the mechanism of transport, Biochim. Biophys. Acta, 1787, 1140-1150.

54. Yoshikawa, S., Shinzawa-Itoh, K., Nakashima, R., Yaono, R., Inoue, N., et al. (1998) Redox-coupled crystal structural changes in bovine heart cytochrome c oxidase, Science, 280, 1723-1729.

55. Mills, D. A., and Ferguson-Miller, S. (2002) Influence of structure, pH and membrane potential on proton movement in cytochrome oxidase, Biochim. Biophys. Acta, 1555, 96-100.

56. Popovic, D. M., and Stuchebrukhov, A. A. (2005) Proton exit channels in bovine cytochrome c oxidase, J. Phys. Chem. B, 109, 1999-2006, doi: 10.1021/jp0464371.

57. Muramoto, K., Hirata, K., Shinzawa-Itoh, K., Yoko-o, S., Yamashita, E., et al. (2007) A histidine residue acting as a controlling site for dioxygen reduction and proton pumping by cytochrome c oxidase, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 7881-7886.

58. Qin, L., Mills, D. A., Hiser, C., Murphree, A. R., Garavito, M., et al. (2007) Crystallographic location and mutational analysis of Zn and Cd inhibitory sites and role of lipidic carboxylates in rescuing proton path mutants in cytochrome c oxidase, Biochemistry, 46, 6239-6248.

59. Klishin, S. S., Junge, W., and Mulkidjanian, A. Y. (2002) Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation, Biochim. Biophys. Acta, 1553, 177-182, doi: 10.1016/s0005-2728(01)00250-x.

60. Mulkidjanian, A. Y. (2005) Ubiquinol oxidation in the cytochrome bc1 complex: reaction mechanism and prevention of short-circuiting, Biochim. Biophys. Acta, 1709, 5-34, doi: 10.1016/j.bbabio.2005.03.009.

61. Axelrod, H. L., Abresch, E. C., Paddock, M. L., Okamura, M. Y., and Feher, G. (2000) Determination of the binding sites of the proton transfer inhibitors Cd2+ and Zn2+ in bacterial reaction centers, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 1542-1547, doi: 10.1073/pnas.97.4.1542.