БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 1, с. 43–55

УДК 577.152.191

Молекулярные и функциональные последствия утраты субъединицы 8А цитохром c-оксидазы

© 2021 Д. Ротко 1,2, А.П. Кудин 1, Г. Цурска 1,3, Б. Кулавяк 2, А. Шевчык 2, В.С. Кунц 1,3*

Institute of Experimental Epileptology and Cognition Research, Life & Brain Center, University of Bonn, 53127 Bonn, Germany; E-mail: wolfram.kunz@ukbonn.de

Laboratory of Intracellular Ion Channels, Nencki Institute of Experimental Biology, Polish Academy of Sciences, 02-093 Warsaw, Poland

Department of Epileptology, University of Bonn Medical Center, 53127 Bonn, Germany

Поступила в редакцию 02.11.2020
После доработки 23.11.2020
Принята к публикации 23.11.2020

DOI: 10.31857/S0320972521010048

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: цитохром с-оксидаза, субъединица 8A, суперкомплексы дыхательной цепи.

Аннотация

В настоящей работе нами был на молекулярном уровне изучен эффект отсутствия наименьшей, кодируемой ядерным геномом субъединицы COX8A цитохром с-оксидазы (COX) в фибробластах пациентов с гомозиготной мутацией сайта сплайсинга и в клетках HEK293T, чей геном был отредактирован с помощью метода CRISPR/Cas9. В обеих клеточных модельных системах было обнаружено 20–30% остаточной ферментативной активности СОХ. В иммуноблотах белковых комплексов митохондрий, выделенных из обеих клеточных моделей, разделенных с помощью метода нативного электрофореза, почти полностью отсутствовали мономеры или димеры нативной формы COX. Интересно, что суперкомплексы COX, образованные с участием комплекса III, а также с комплексами I и III, сохраняли значительную иммунореактивность, в то время как почти никакой иммунореактивности, приписываемой подструктурам, найдено не было. Это означает, что COX, у которой отсутствует субъединица 8A, стабилизируется в составе суперкомплексов, в то время как её мономеры и димеры подвергаются быстрой деградации. При проведении в исследуемых клеточных моделях дефицита субъединицы COX8A транскриптомного анализа с помощью метода секвенирования 3′RNA нам не удалось обнаружить изменения уровня транскрипции генов, участвующих в процессе накопления развернутых белков в матриксе митохондрий, а также в интегрированном ответе на стресс. Таким образом, наши данные убедительно свидетельствуют о том, что для поддержания структурной стабильности мономеров и димеров COX необходима наименьшая субъединица цитохром с-оксидазы – COX8A.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Выполнение данной работы поддержано Deutsche Forschungsgemeinschaft (гранты №№ KU 911/21-2 и KU 911/22-1, предоставлены W.S.K.; и гранты №№ ZS 99/3-2 и ZS 99/4-1, предоставлены GZ). Эта работа также была поддержана Польским национальным научным центром (грант № 2019/34/A/NZ1/00352, предоставлен AS; и грант № 2015/18/E/NZ1/00737, предоставлен BK) и исследовательской и инновационной программой Европейского Союза Horizon 2020 имени Марии Склодовской-Кюри (грант № 665735 (Bio4Med)).

Благодарности

Авторы хотят выразить благодарность проф. Майку Райяну и доктору Дэвиду Страуду за предоставленную линию клеток HEK293T.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в настоящей работе с участием людей, соответствовали этическим стандартам Национального комитета по этике научных исследований и Хельсинкской Декларации 1964 г. ее последующим изменениям или сопоставимым нормам этики. От каждого участника исследования было получено информированное добровольное согласие.

Дополнительные материалы

Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) (http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya/) и на сайте издательства Springer (https://link.springer.com/journal/10541), том 86, вып. 1, 2021.

Список литературы

1. Hackenbrock, C. R., Chazotte, B., and Gupte, S. S. (1986) The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport, J. Bioenerg. Biomembr., 18, 331-368, doi: 10.1007/BF00743010.

2. Schägger, H., and Pfeiffer, K. (2000) Supercomplexes in the respiratory chains of yeast and mammalian mitochondria, EMBO J., 19, 1777-1783, doi: 10.1093/emboj/19.8.1777.

3. Acín-Pérez, R., Fernández-Silva, P., Peleato, M. L., Pérez-Martos, A., and Enriquez, J. A. (2008) Respiratory active mitochondrial supercomplexes, Mol. Cell, 32, 529-539, doi: 10.1016/j.molcel.2008.10.021.

4. Schägger, H., and Pfeiffer, K. (2001) The ratio of oxidative phosphorylation complexes I-V in bovine heart mitochondria and the composition of respiratory chain supercomplexes, J. Biol. Chem., 276, 37861-37867, doi: 10.1074/jbc.M106474200.

5. Greggio, C., Jha, P., Kulkarni, S. S., Lagarrigue, S., Broskey, N. T., et al. (2017) Enhanced respiratory chain supercomplex formation in response to exercise in human skeletalm, Cell Metab., 25, 301-311, doi: 10.1016/j.cmet.2016.11.004.

6. Lapuente-Brun, E., Moreno-Loshuertos, R., Acín-Pérez, R., Latorre-Pellicer, A., Colaś, C., et al. (2013) Supercomplex assembly determines electron flux in the mitochondrial electron transport chain, Science, 340, 1567-1570, doi: 10.1126/science.1230381.

7. Fedor, J. G., and Hirst, J. (2018) Mitochondrial supercomplexes do not enhance catalysis by quinone channeling, Cell Metab., 28, 525-531.e4, doi: 10.1016/j.cmet.2018.05.024.

8. Calvaruso, M. A., Willems, P., Van den Brand, M., Valsecchi, F., Kruse, S., et al. (2012) Mitochondrial complex III stabilizes complex I in the absence of NDUFS4 to provide partial activity, Hum. Mol. Genet., 21, 115-120, doi: 10.1093/hmg/ddr446.

9. Schägger, H., De Coo, R., Bauer, M. F., Hofmann, S., Godino, C., and Brandt, U. (2004) Significance of respirasomes for the assembly/stability of human respiratory chain complex I, J. Biol. Chem., 279, 36349-36353, doi: 10.1074/jbc.M404033200.

10. Tropeano, C. V., Aleo, S. J., Zanna, C., Roberti, M., Scandiffio, L., et al. (2020) Fine-tuning of the respiratory complexes stability and supercomplexes assembly in cells defective of complex III, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1861, 148133, doi: 10.1016/j.bbabio.2019.148133.

11. Hirst, J. (2018) Open questions: respiratory chain supercomplexes-why are they there and what do they do? BMC Biol., 16, 5-8, doi: 10.1186/s12915-018-0577-5.

12. Maranzana, E., Barbero, G., Falasca, A. I., Lenaz, G., and Genova, M. L. (2013) Mitochondrial respiratory supercomplex association limits production of reactive oxygen species from complex I, Antioxid. Redox Signal., 19, 1469-1480, doi: 10.1089/ars.2012.4845.

13. Zong, S., Wu, M., Gu, J., Liu, T., Guo, R., and Yang, M. (2018) Structure of the intact 14-subunit human cytochrome c oxidase, Cell Res., 28, 1026-1034, doi: 10.1038/s41422-018-0071-1.

14. Sinkler, C. A., Kalpage, H., Shay, J., Lee, I., Malek, M. H., Grossman, L. I., and Hüttemann, M. (2017) Tissue- and condition-specific isoforms of mammalian cytochrome c oxidase subunits: from function to human disease, Oxid. Med. Cell. Longev., 2017, 1534056, doi: 10.1155/2017/1534056.

15. Goldberg, A., Wildman, D. E., Schmidt, T. R., Hüttemann, M., Goodman, M., Weiss, M. L., and Grossman, L. I. (2003) Adaptive evolution of cytochrome c oxidase subunit VIII in anthropoid primates, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100, 5873-5878, doi: 10.1073/pnas.0931463100.

16. Hallmann, K., Kudin, A. P., Zsurka, G., Kornblum, C., Reimann, J., et al. (2016) Loss of the smallest subunit of cytochrome c oxidase, COX8A, causes Leigh-like syndrome and epilepsy, Brain, 139, 338-345, doi: 10.1093/brain/awv357.

17. Ran, F. A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., and Zhang, F. (2013) Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system, Nat. Protoc., 8, 2281-2308, doi: 10.1038/nprot.2013.143.

18. Bednarczyk, P., Wieckowski, M. R., Broszkiewicz, M., Skowronek, K., Siemen, D., and Szewczyk, A. (2013) Putative structural and functional coupling of the mitochondrial BKCa channel to the respiratory chain, PLoS One, 8, e68125, doi: 10.1371/journal.pone.0068125.

19. Wiedemann, F. R., Vielhaber, S., Schröder, R., Elger, C. E., and Kunz, W. S. (2000) Evaluation of methods for the determination of mitochondrial respiratory chain enzyme activities in human skeletal muscle samples, Anal. Biochem., 279, 55-60, doi: 10.1006/abio.1999.4434.

20. Pellegrino, M. W., Nargund, A. M., and Haynes, C. M. (2013) Signaling the mitochondrial unfolded protein response, Biochim. Biophys. Acta, 1833, 410-416, doi: 10.1016/j.bbamcr.2012.02.019.

21. Quirós, P. M., Langer, T., and López-Otín, C. (2015) New roles for mitochondrial proteases in health, ageing and disease, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 16, 345-359, doi: 10.1038/nrm3984.

22. Fiorese, C. J., and Haynes, C. M. (2017) Integrating the UPRmt into the mitochondrial maintenance network, Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 52, 304-313, doi: 10.1080/10409238.2017.1291577.

23. Wang, Y. T., Lim, Y., McCall, M. N., Huang, K. T., Haynes, C. M., Nehrke, K., and Brookes, P. S. (2019) Cardioprotection by the mitochondrial unfolded protein response requires ATF5, Am. J. Physiol., 317, H472-H478, doi: 10.1152/ajpheart.00244.2019.

24. Fiorese, C. J., Schulz, A. M., Lin, Y. F., Rosin, N., Pellegrino, M. W., and Haynes, C. M. (2016) The transcription factor ATF5 mediates a mammalian mitochondrial UPR, Curr. Biol., 26, 2037-2043, doi: 10.1016/j.cub.2016.06.002.

25. Harding, H. P., Zhang, Y., Zeng, H., Novoa, I., Lu, P. D., et al. (2003) An integrated stress response regulates amino acid metabolism and resistance to oxidative stress, Mol. Cell, 11, 619-633, doi: 10.1016/S1097-2765(03)00105-9.

26. Taniuchi, S., Miyake, M., Tsugawa, K., Oyadomari, M., and Oyadomari, S. (2016) Integrated stress response of vertebrates is regulated by four eIF2α kinases, Sci. Rep., 6, 32886, doi: 10.1038/srep32886.

27. Palam, L. R., Baird, T. D., and Wek, R. C. (2011) Phosphorylation of eIF2 facilitates ribosomal bypass of an inhibitory upstream ORF to enhance CHOP translation, J. Biol. Chem., 286, 10939-10949, doi: 10.1074/jbc.M110.216093.

28. Fessler, E., Eckl, E. M., Schmitt, S., Mancilla, I. A., Meyer-Bender, M. F., et al. (2020) A pathway coordinated by DELE1 relays mitochondrial stress to the cytosol, Nature, 579, 433-437, doi: 10.1038/s41586-020-2076-4.

29. Timón-Gómez, A., Nývltová, E., Abriata, L. A., Vila, A. J., Hosler, J., and Barrientos, A. (2018) Mitochondrial cytochrome c oxidase biogenesis: recent developments, Semin. Cell Dev. Biol., 76, 163-178, doi: 10.1016/j.semcdb.2017.08.055.

30. Bourens, M., Boulet, A., Leary, S. C., and Barrientos, A. (2014) Human COX20 cooperates with SCO1 and SCO2 to mature COX2 and promote the assembly of cytochrome c oxidase, Hum. Mol. Genet., 23, 2901-2913, doi: 10.1093/hmg/ddu003.

31. Lobo‐Jarne, T., Pérez‐Pérez, R., Fontanesi, F., Timón‐Gómez, A., Wittig, I., et al. (2020) Multiple pathways coordinate assembly of human mitochondrial complex IV and stabilization of respiratory supercomplexes, EMBO J., 39, e103912, doi: 10.15252/embj.2019103912.

32. Kovářová, N., Čížková Vrbacká, A., Pecina, P., Stránecký, V., Pronicka, E., Kmoch, S., and Houštěk, J. (2012) Adaptation of respiratory chain biogenesis to cytochrome c oxidase deficiency caused by SURF1 gene mutations, Biochim. Biophys. Acta, 1822, 1114-1124, doi: 10.1016/j.bbadis.2012.03.007.

33. Baertling, F., van den Brand, M. A. M., Hertecant, J. L., Al-Shamsi, A., van den Heuvel, L. P., et al. (2015) Mutations in COA6 cause cytochrome c oxidase deficiency and neonatal hypertrophic cardiomyopathy, Hum. Mutat., 36, 34-38, doi: 10.1002/humu.22715.

34. Baertling, F., Al-Murshedi, F., Sánchez-Caballero, L., Al-Senaidi, K., Joshi, N. P., et al. (2017) Mutation in mitochondrial complex IV subunit COX5A causes pulmonary arterial hypertension, lactic acidemia, and failure to thrive, Hum. Mutat., 38, 692-703, doi: 10.1002/humu.2321035.

35. Schäfer, E., Seelert, H., Reifschneider, N. H., Krause, F., Dencher, N. A., and Vonck, J. (2006) Architecture of active mammalian respiratory chain supercomplexes, J. Biol. Chem., 281, 15370-15375, doi: 10.1074/jbc.M513525200.

36. Qureshi, M. A., Haynes, C. M., and Pellegrino, M. W. (2017) The mitochondrial unfolded protein response: Signaling from the powerhouse, J. Biol. Chem., 292, 13500-13506, doi: 10.1074/jbc.R117.791061.