БИОХИМИЯ, 2021, том 86, вып. 1, с. 43–55

УДК 577.152.191

Молекулярные и функциональные последствия утраты субъединицы 8А цитохром c-оксидазы

© 2021 Д. Ротко 1,2, А.П. Кудин 1, Г. Цурска 1,3, Б. Кулавяк 2, А. Шевчык 2, В.С. Кунц 1,3*wolfram.kunz@ukbonn.de

1 Institute of Experimental Epileptology and Cognition Research, Life & Brain Center, University of Bonn, 53127 Bonn, Germany

2 Laboratory of Intracellular Ion Channels, Nencki Institute of Experimental Biology, Polish Academy of Sciences, 02-093 Warsaw, Poland

3 Department of Epileptology, University of Bonn Medical Center, 53127 Bonn, Germany

Поступила в редакцию 02.11.2020
После доработки 23.11.2020
Принята к публикации 23.11.2020

DOI: 10.31857/S0320972521010048

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: цитохром с-оксидаза, субъединица 8A, суперкомплексы дыхательной цепи.

Аннотация

В настоящей работе нами был на молекулярном уровне изучен эффект отсутствия наименьшей, кодируемой ядерным геномом субъединицы COX8A цитохром с-оксидазы (COX) в фибробластах пациентов с гомозиготной мутацией сайта сплайсинга и в клетках HEK293T, чей геном был отредактирован с помощью метода CRISPR/Cas9. В обеих клеточных модельных системах было обнаружено 20–30% остаточной ферментативной активности СОХ. В иммуноблотах белковых комплексов митохондрий, выделенных из обеих клеточных моделей, разделенных с помощью метода нативного электрофореза, почти полностью отсутствовали мономеры или димеры нативной формы COX. Интересно, что суперкомплексы COX, образованные с участием комплекса III, а также с комплексами I и III, сохраняли значительную иммунореактивность, в то время как почти никакой иммунореактивности, приписываемой подструктурам, найдено не было. Это означает, что COX, у которой отсутствует субъединица 8A, стабилизируется в составе суперкомплексов, в то время как её мономеры и димеры подвергаются быстрой деградации. При проведении в исследуемых клеточных моделях дефицита субъединицы COX8A транскриптомного анализа с помощью метода секвенирования 3′RNA нам не удалось обнаружить изменения уровня транскрипции генов, участвующих в процессе накопления развернутых белков в матриксе митохондрий, а также в интегрированном ответе на стресс. Таким образом, наши данные убедительно свидетельствуют о том, что для поддержания структурной стабильности мономеров и димеров COX необходима наименьшая субъединица цитохром с-оксидазы – COX8A.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Дополнительные материалы

Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) (http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya/) и на сайте издательства Springer (https://link.springer.com/journal/10541), том 86, вып. 1, 2021.

Финансирование

Выполнение данной работы поддержано Deutsche Forschungsgemeinschaft (гранты №№ KU 911/21-2 и KU 911/22-1, предоставлены W.S.K.; и гранты №№ ZS 99/3-2 и ZS 99/4-1, предоставлены GZ). Эта работа также была поддержана Польским национальным научным центром (грант № 2019/34/A/NZ1/00352, предоставлен AS; и грант № 2015/18/E/NZ1/00737, предоставлен BK) и исследовательской и инновационной программой Европейского Союза Horizon 2020 имени Марии Склодовской-Кюри (грант № 665735 (Bio4Med)).

Благодарности

Авторы хотят выразить благодарность проф. Майку Райяну и доктору Дэвиду Страуду за предоставленную линию клеток HEK293T.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в настоящей работе с участием людей, соответствовали этическим стандартам Национального комитета по этике научных исследований и Хельсинкской Декларации 1964 г. ее последующим изменениям или сопоставимым нормам этики. От каждого участника исследования было получено информированное добровольное согласие.

Список литературы

1. Hackenbrock, C. R., Chazotte, B., and Gupte, S. S. (1986) The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport, J. Bioenerg. Biomembr., 18, 331-368, doi: 10.1007/BF00743010.

2. Schägger, H., and Pfeiffer, K. (2000) Supercomplexes in the respiratory chains of yeast and mammalian mitochondria, EMBO J., 19, 1777-1783, doi: 10.1093/emboj/19.8.1777.

3. Acín-Pérez, R., Fernández-Silva, P., Peleato, M. L., Pérez-Martos, A., and Enriquez, J. A. (2008) Respiratory active mitochondrial supercomplexes, Mol. Cell, 32, 529-539, doi: 10.1016/j.molcel.2008.10.021.

4. Schägger, H., and Pfeiffer, K. (2001) The ratio of oxidative phosphorylation complexes I-V in bovine heart mitochondria and the composition of respiratory chain supercomplexes, J. Biol. Chem., 276, 37861-37867, doi: 10.1074/jbc.M106474200.

5. Greggio, C., Jha, P., Kulkarni, S. S., Lagarrigue, S., Broskey, N. T., et al. (2017) Enhanced respiratory chain supercomplex formation in response to exercise in human skeletalm, Cell Metab., 25, 301-311, doi: 10.1016/j.cmet.2016.11.004.

6. Lapuente-Brun, E., Moreno-Loshuertos, R., Acín-Pérez, R., Latorre-Pellicer, A., Colaś, C., et al. (2013) Supercomplex assembly determines electron flux in the mitochondrial electron transport chain, Science, 340, 1567-1570, doi: 10.1126/science.1230381.

7. Fedor, J. G., and Hirst, J. (2018) Mitochondrial supercomplexes do not enhance catalysis by quinone channeling, Cell Metab., 28, 525-531.e4, doi: 10.1016/j.cmet.2018.05.024.

8. Calvaruso, M. A., Willems, P., Van den Brand, M., Valsecchi, F., Kruse, S., et al. (2012) Mitochondrial complex III stabilizes complex I in the absence of NDUFS4 to provide partial activity, Hum. Mol. Genet., 21, 115-120, doi: 10.1093/hmg/ddr446.

9. Schägger, H., De Coo, R., Bauer, M. F., Hofmann, S., Godino, C., and Brandt, U. (2004) Significance of respirasomes for the assembly/stability of human respiratory chain complex I, J. Biol. Chem., 279, 36349-36353, doi: 10.1074/jbc.M404033200.

10. Tropeano, C. V., Aleo, S. J., Zanna, C., Roberti, M., Scandiffio, L., et al. (2020) Fine-tuning of the respiratory complexes stability and supercomplexes assembly in cells defective of complex III, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1861, 148133, doi: 10.1016/j.bbabio.2019.148133.

11. Hirst, J. (2018) Open questions: respiratory chain supercomplexes-why are they there and what do they do? BMC Biol., 16, 5-8, doi: 10.1186/s12915-018-0577-5.

12. Maranzana, E., Barbero, G., Falasca, A. I., Lenaz, G., and Genova, M. L. (2013) Mitochondrial respiratory supercomplex association limits production of reactive oxygen species from complex I, Antioxid. Redox Signal., 19, 1469-1480, doi: 10.1089/ars.2012.4845.

13. Zong, S., Wu, M., Gu, J., Liu, T., Guo, R., and Yang, M. (2018) Structure of the intact 14-subunit human cytochrome c oxidase, Cell Res., 28, 1026-1034, doi: 10.1038/s41422-018-0071-1.

14. Sinkler, C. A., Kalpage, H., Shay, J., Lee, I., Malek, M. H., Grossman, L. I., and Hüttemann, M. (2017) Tissue- and condition-specific isoforms of mammalian cytochrome c oxidase subunits: from function to human disease, Oxid. Med. Cell. Longev., 2017, 1534056, doi: 10.1155/2017/1534056.

15. Goldberg, A., Wildman, D. E., Schmidt, T. R., Hüttemann, M., Goodman, M., Weiss, M. L., and Grossman, L. I. (2003) Adaptive evolution of cytochrome c oxidase subunit VIII in anthropoid primates, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100, 5873-5878, doi: 10.1073/pnas.0931463100.

16. Hallmann, K., Kudin, A. P., Zsurka, G., Kornblum, C., Reimann, J., et al. (2016) Loss of the smallest subunit of cytochrome c oxidase, COX8A, causes Leigh-like syndrome and epilepsy, Brain, 139, 338-345, doi: 10.1093/brain/awv357.

17. Ran, F. A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., and Zhang, F. (2013) Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system, Nat. Protoc., 8, 2281-2308, doi: 10.1038/nprot.2013.143.

18. Bednarczyk, P., Wieckowski, M. R., Broszkiewicz, M., Skowronek, K., Siemen, D., and Szewczyk, A. (2013) Putative structural and functional coupling of the mitochondrial BKCa channel to the respiratory chain, PLoS One, 8, e68125, doi: 10.1371/journal.pone.0068125.

19. Wiedemann, F. R., Vielhaber, S., Schröder, R., Elger, C. E., and Kunz, W. S. (2000) Evaluation of methods for the determination of mitochondrial respiratory chain enzyme activities in human skeletal muscle samples, Anal. Biochem., 279, 55-60, doi: 10.1006/abio.1999.4434.

20. Pellegrino, M. W., Nargund, A. M., and Haynes, C. M. (2013) Signaling the mitochondrial unfolded protein response, Biochim. Biophys. Acta, 1833, 410-416, doi: 10.1016/j.bbamcr.2012.02.019.

21. Quirós, P. M., Langer, T., and López-Otín, C. (2015) New roles for mitochondrial proteases in health, ageing and disease, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 16, 345-359, doi: 10.1038/nrm3984.

22. Fiorese, C. J., and Haynes, C. M. (2017) Integrating the UPRmt into the mitochondrial maintenance network, Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 52, 304-313, doi: 10.1080/10409238.2017.1291577.

23. Wang, Y. T., Lim, Y., McCall, M. N., Huang, K. T., Haynes, C. M., Nehrke, K., and Brookes, P. S. (2019) Cardioprotection by the mitochondrial unfolded protein response requires ATF5, Am. J. Physiol., 317, H472-H478, doi: 10.1152/ajpheart.00244.2019.

24. Fiorese, C. J., Schulz, A. M., Lin, Y. F., Rosin, N., Pellegrino, M. W., and Haynes, C. M. (2016) The transcription factor ATF5 mediates a mammalian mitochondrial UPR, Curr. Biol., 26, 2037-2043, doi: 10.1016/j.cub.2016.06.002.

25. Harding, H. P., Zhang, Y., Zeng, H., Novoa, I., Lu, P. D., et al. (2003) An integrated stress response regulates amino acid metabolism and resistance to oxidative stress, Mol. Cell, 11, 619-633, doi: 10.1016/S1097-2765(03)00105-9.

26. Taniuchi, S., Miyake, M., Tsugawa, K., Oyadomari, M., and Oyadomari, S. (2016) Integrated stress response of vertebrates is regulated by four eIF2α kinases, Sci. Rep., 6, 32886, doi: 10.1038/srep32886.

27. Palam, L. R., Baird, T. D., and Wek, R. C. (2011) Phosphorylation of eIF2 facilitates ribosomal bypass of an inhibitory upstream ORF to enhance CHOP translation, J. Biol. Chem., 286, 10939-10949, doi: 10.1074/jbc.M110.216093.

28. Fessler, E., Eckl, E. M., Schmitt, S., Mancilla, I. A., Meyer-Bender, M. F., et al. (2020) A pathway coordinated by DELE1 relays mitochondrial stress to the cytosol, Nature, 579, 433-437, doi: 10.1038/s41586-020-2076-4.

29. Timón-Gómez, A., Nývltová, E., Abriata, L. A., Vila, A. J., Hosler, J., and Barrientos, A. (2018) Mitochondrial cytochrome c oxidase biogenesis: recent developments, Semin. Cell Dev. Biol., 76, 163-178, doi: 10.1016/j.semcdb.2017.08.055.

30. Bourens, M., Boulet, A., Leary, S. C., and Barrientos, A. (2014) Human COX20 cooperates with SCO1 and SCO2 to mature COX2 and promote the assembly of cytochrome c oxidase, Hum. Mol. Genet., 23, 2901-2913, doi: 10.1093/hmg/ddu003.

31. Lobo‐Jarne, T., Pérez‐Pérez, R., Fontanesi, F., Timón‐Gómez, A., Wittig, I., et al. (2020) Multiple pathways coordinate assembly of human mitochondrial complex IV and stabilization of respiratory supercomplexes, EMBO J., 39, e103912, doi: 10.15252/embj.2019103912.

32. Kovářová, N., Čížková Vrbacká, A., Pecina, P., Stránecký, V., Pronicka, E., Kmoch, S., and Houštěk, J. (2012) Adaptation of respiratory chain biogenesis to cytochrome c oxidase deficiency caused by SURF1 gene mutations, Biochim. Biophys. Acta, 1822, 1114-1124, doi: 10.1016/j.bbadis.2012.03.007.

33. Baertling, F., van den Brand, M. A. M., Hertecant, J. L., Al-Shamsi, A., van den Heuvel, L. P., et al. (2015) Mutations in COA6 cause cytochrome c oxidase deficiency and neonatal hypertrophic cardiomyopathy, Hum. Mutat., 36, 34-38, doi: 10.1002/humu.22715.

34. Baertling, F., Al-Murshedi, F., Sánchez-Caballero, L., Al-Senaidi, K., Joshi, N. P., et al. (2017) Mutation in mitochondrial complex IV subunit COX5A causes pulmonary arterial hypertension, lactic acidemia, and failure to thrive, Hum. Mutat., 38, 692-703, doi: 10.1002/humu.2321035.

35. Schäfer, E., Seelert, H., Reifschneider, N. H., Krause, F., Dencher, N. A., and Vonck, J. (2006) Architecture of active mammalian respiratory chain supercomplexes, J. Biol. Chem., 281, 15370-15375, doi: 10.1074/jbc.M513525200.

36. Qureshi, M. A., Haynes, C. M., and Pellegrino, M. W. (2017) The mitochondrial unfolded protein response: Signaling from the powerhouse, J. Biol. Chem., 292, 13500-13506, doi: 10.1074/jbc.R117.791061.