БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 11, с. 1718–1728

УДК 577.217.347;57.052.2;544.165;51-76

Исследование аллостерического эффекта 2,8-диметилирования A2503 23S рРНК E. coli методом молекулярно-динамического моделирования

© 2020 Т.М. Макарова *, Г.И. Макаров

Южно-Уральский государственный университет (национальный исследовательский университет), 454080 Челябинск, Россия; электронная почта: makarovatm@susu.ru

Поступила в редакцию 16.06.2020
После доработки 01.10.2020
Принята к публикации 02.10.2020

DOI: 10.31857/S0320972520110135

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: рибосома, устойчивость, антибиотики, A2503, молекулярная динамика.

Аннотация

Рибосома – это молекулярная машина, синтезирующая все клеточные белки. Она также является мишенью около половины клинически используемых антибиотиков. Один из способов защиты от антибиотиков заключается в адаптивной химической модификации остатков рибосомальных РНК. Любопытным примером такой модификации служит 2,8-диметилирование А2503 23S рРНК, вызывающее устойчивость к фениколам, линкозамидам, оксазолидинонам, плевромутилинам и некоторым макролидам. В настоящей работе методом молекулярно-динамического моделирования исследовалось, как 2,8-диметилирование A2503 влияет на конформации и подвижность нуклеотидных остатков 70S рибосом Escherichia coli. Значительные изменения были выявлены как в непосредственном окружении остатка А2503 23S рРНК, так и глубже в рибосомном туннеле (РТ) среди остатков, о которых известно, что они вовлечены в процесс передачи сигнала от антибиотиков, связывающихся в РТ, к пептидилтрансферазному центру. Эти изменения смещают рибосому в сторону состояния А/А,Р/Р из конформационно иного состояния, в нашем примере – это состояние Р/Р,Е/Е. Это позволяет заключить, что эффект модификации m2m8A2503 состоит в дополнительной стабилизации состояния А/А,Р/Р, способствующего пептидилтрансферазной реакции (ПТР) в противоположность действию антибиотиков – ингибиторов ПТР.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Исследование было выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 18-74-00022) и Правительства Российской Федерации (резолюция № 1 от 16.03.2013, контракт № 02.A03.21.0011).

Благодарности

Авторы выражают глубокую благодарность академику РАН Богданову Алексею Алексеевичу за инициирование молекулярно-динамического исследования модификаций резистентности в рибосоме. Авторы благодарят Вычислительный центр МГУ имени М.В. Ломоносова за предоставленную возможность вести расчеты МД на суперкомпьютере «Ломоносов–II».

Конфликт интересов

Авторы декларируют отсутствие конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Данная статья не содержит каких-либо исследований, содержащих эксперименты на людях или животных, проводимых кем-либо из авторов статьи.

Список литературы

1. Yonath, A. (2009) Ribosome: an ancient cellular nano-machine for genetic code translation, in Biophysics and the challenges of emerging threats (Puglisi, J. D., ed.) Springer, Netherlands, pp. 121-155, doi: 10.1007/978-90-481-2368-1_8.

2. Манькин А. (2001) Рибосомные антибиотики, Молекулярная биология, 35, 597-609, doi: 10.1023/A:1010510623805.

3. McCusker, K. P., and Fujimori, D. G. (2012) The chemistry of peptidyltransferase center-targeted antibiotics: enzymatic resistance and approaches to countering resistance, ACS Chem. Biol., 7, 64-72, doi: 10.1021/cb200418f.

4. Wilson, D. N. (2014) Ribosome-targeting antibiotics and mechanisms of bacterial resistance, Nat. Rev. Microbiol., 12, 35-48, doi: 10.1038/nrmicro3155.

5. Vester, B., and Long, K. S. (2009) Antibiotic resistance in bacteria caused by modified nucleosides in 23S ribosomal RNA, in DNA and RNA Modification Enzymes: Structure, Mechanism, Function and Evolution (Grosjean, H. ed.) Landes Bioscience, Austin, USA.

6. Giessing, A. M. B., Jensen, S. S., Rasmussen, A., Hansen, L. H., Gondela, A., Long, K., Vester, B., and Kirpekar, F. (2009) Identification of 8-methyladenosine as the modification catalyzed by the radical SAM methyltransferase Cfr that confers antibiotic resistance in bacteria, RNA, 15, 327-336, doi: 10.1261/rna.1371409.

7. Schwarz, S., Werckenthin, C., and Kehrenberg, C. (2000) Identification of a plasmid-borne chloramphenicol-florfenicol resistance gene in Staphylococcus sciuri, Antimicrob. Agents Chemother., 44, 2530-2533, doi: 10.1128/aac.44.9.2530-2533.2000.

8. Yan, F., LaMarre, J. M., Rohrich, R., Wiesner, J., Jomaa, H., Mankin, A. S., and Fujimori, D. G. (2010) RlmN and Cfr are radical SAM enzymes involved in methylation of ribosomal RNA, J. Am. Chem. Soc., 132, 3953-3964, doi: 10.1021/ja910850y.

9. Smith, L. K., and Mankin, A. S. (2008) Transcriptional and translational control of the mir operon, which confers resistance to seven classes of protein synthesis inhibitors, Antimicrob. Agents Chemother., 52, 1703-1712, doi: 10.1128/ AAC.01583-07.

10. Fischer, N., Neumann, P., Konevega, A. L., Bock, L. V., Ficner, R., Rodnina, M. V., and Stark, H. (2015) Structure of the E. coli ribosome–EF–Tu complex at < 3 Å resolution by Cs–corrected cryo–EM, Nature, 520, 567-570, doi: 10.1038/nature14275.

11. Makarov, G., Golovin, A., Sumbatyan, N., and Bogdanov, A. (2015) Molecular dynamics investigation of a mechanism of allosteric signal transmission in ribosomes, Biochemistry (Moscow), 80, 1047-1056, doi: 10.1134/S0006297915080106.

12. Vázquez-Laslop, N., Ramu, H., Klepacki, D., Kannan, K., and Mankin, A. S. (2010) The key function of a conserved and modified rRNA residue in the ribosomal response to the nascent peptide, EMBO J., 29, 3108-3117, doi: 10.1038/emboj.2010.180.

13. Sanbonmatsu, K. (2012) Computational studies of molecular machines: the ribosome, Curr. Opin. Struct. Biol., 22, 168-174, doi: 10.1016/j.sbi.2012.01.008.

14. Gnirke, A., Geigenmuller, U., Rheinberger, H. J., and Nierhaus, K. H. (1989) The allosteric three-site model for the ribosomal elongation cycle. analysis with a heteropolymeric mRNA, J. Biol. Chem., 264, 7291-7301.

15. Chen, C., Stevens, B., Kaur, J., Smilansky, Z., Cooperma, B. S., and Goldman, Y. E. (2011) Allosteric vs. spontaneous exit-site (E-site) tRNA dissociation early in protein synthesis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108, 16980-16985, doi: 10.1073/pnas.1106999108.

16. Cannone, J. J., Subramanian, S., Schnare, M. N., Collett, J. R., D’Souza, L. M., et al. (2002) The comparative RNA web (CRW) site: an online database of comparative sequence and structure information for ribosomal, intron, and other RNAs, BMC Bioinform., 3, 1-31, doi: 10.1186/1471-2105-3-2.

17. Makarova, T., and Bogdanov, A. (2019) Allosteric regulation of the ribosomal A site revealed by molecular dynamics simulations, Biochimie, 167, 179-186, doi: 10.1016/j.biochi.2019.09.019.

18. Byrd, R., Lu, P., and Nocedal, J. (1995) A limited memory algorithm for bound constrained optimization, SIAM J. Sci. Comput., 16, 1190-1208.

19. Van der Spoel, D., Lindahl, E., Hess, B., Groenhof, G., Mark, A. E., and Berendsen, H. J. C. (2005) Gromacs: fast, flexible, free, J. Comput. Chem., 26, 1701-1718, doi: 10.1002/jcc.20291.

20. Hess, B., and Kutzner, C., van der Spoel, D., and Lindahl, E. (2008) Gromacs 4: algorithms for highly efficient, load-balanced, and scalable molecular simulation, J. Chem. Theory Comput., 4, 435-447, doi: 10.1021/ct700301q.

21. Maier, J. A., Martinez, C., Kasavajhala, K., Wickstrom, L., Hauser, K. E., and Simmerling, C. (2015) ff14SB: improving the accuracy of protein side chain and backbone parameters from ff99SB, J. Chem. Theory Comput., 11, 3696-3713, doi: 10.1021/acs.jctc.5b00255.

22. Лайков Д. Н., Устынюк Ю. А. (2005) Система квантово-химических программ «ПРИРОДА-04». Новые возможности исследования молекулярных систем с применением параллельных вычислений, Известия Академии наук. Серия химическая, 3, 804-810.

23. Laikov, D. N. (2011) A new parametrizable model of molecular electronic structure, J. Chem. Phys., 135, 134120, doi: 10.1063/1.3646498.

24. Adamo, C., and Barone, V. (2002) Physically motivated density functionals with improved performances: the modified perdew–burke–ernzerhof model, J. Chem. Phys., 116, 5933-5940, doi: 10.1063/1.1458927.

25. Laikov, D. N. (2005) A new class of atomic basis functions for accurate electronic structure calculations of molecules, Chem. Phys. Lett., 416, 116-120, doi: 10.1016/j.cplett.2005.09.046.

26. Schmidt, M. W., Baldridge, K. K., Boatz, J. A., Elbert, S. T., Gordon, M. S., et al. (1993) General atomic and molecular electronic structure system, J. Comput. Chem., 14, 1347-1363, doi: 10.1002/jcc.540141112.

27. URL: http://classic.chem.msu.su/gran/firefly/index.html.

28. Bussi, G., Donadio, D., and Parrinello, M. (2007) Canonical sampling through velocity rescaling, J. Chem. Phys., 126, 014101, doi: 10.1063/1.2408420.

29. Berendsen, H., Postma, J., van Gunsteren, W., DiNola, A., and Haak, J. (1984) Molecular dynamics with coupling to an external bath, J. Chem. Phys., 81, 3684-3690, doi: 10.1063/1.448118.

30. Darden, T., York, D., and Pedersen, L. (1993) Particle mesh Ewald: an nlog(n) method for Ewald sums in large systems, J. Chem. Phys., 98, 10089, doi: 10.1063/1.464397.

31. Joung, I. S., and Cheatham, T. E. (2008) Determination of alkali and halide monovalent ion parameters for use in explicitly solvated biomolecular simulations, J. Phys. Chem. B, 112, 9020-9041, doi: 10.1021/jp8001614.

32. Vázquez-Laslop, N., Ramu, H., and Mankin, A. (2011) Nascent peptide-mediated ribosome stalling promoted by antibiotics, in Ribosomes: Structure, Function, and Dynamics, (Rodnina, M. V., Wintermeyer, W., Green, R., eds), published by Springer-Verlag, Wien, pp. 377-392.