БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 11, с. 1701–1717

УДК 577.217.347;577.112.6;577.182.46;004.942

Взаимодействие катионных пептидных аналогов хлорамфеникола с рибосомой

© 2020 З.З. Хайруллина 1#, А.Г. Терещенков 2#, С.А. Завьялова 3, Е.С. Комарова 4,5, Д.А. Лукьянов 5, В.Н. Ташлицкий 1, И.А. Остерман 1,5, Н.В. Сумбатян 1*

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, химический факультет, 119991 Москва, Россия; электронная почта: sumbtyan@belozersky.msu.ru

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия

Институт биохимии имени А.Н. Баха, Федеральный исследовательский центр «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН, 119071 Москва, Россия

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики, 119992 Москва, Россия

Сколковский институт науки и технологий, 143025 Москва, Россия

Поступила в редакцию 13.07.2020
После доработки 07.09.2020
Принята к публикации 09.09.2020

DOI: 10.31857/S0320972520110123

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: рибосома, хлорамфеникол, пептидные производные, молекулярный докинг, антимикробные пептиды, рибосомный туннель.

Аннотация

На основе молекулярного докинга проведен виртуальный скрининг всех возможных трипептидных аналогов хлорамфеникола по их аффинности к бактериальной рибосоме. Осуществлен синтез пептидных производных хлорамфениколамина, показавших минимальные расчетные значения энергии взаимодействия с рибосомой. Синтетическим путем получены производные хлорамфениколамина, содержащие в структуре фрагменты антимикробных пролин-богатых пептидов. По вытеснению флуоресцентно-меченного эритромицина из его комплексов с рибосомами показано, что синтезированные пептидные аналоги хлорамфеникола способны связываться с бактериальными рибосомами, все расчетные трипептидные аналоги хлорамфеникола и один из аналогов, содержащий характерный фрагмент из структуры пролин-богатых антимикробных пептидов, проявили аффинность к рибосомам Escherichia coli, значительно превышающую таковую исходного антибиотика. Установлено наличие корреляции между рассчитанными и экспериментально полученными значениями эффективности лигандов. В экспериментах по ингибированию биосинтеза белка in vitro показано, что аналог RAW-CAM проявляет активность близкую к хлорамфениколу, что подтверждается данными химического пробинга, указывающими на то, что по характеру связывания в рибосомном туннеле этот аналог сходен с немодифицированным хлорамфениколом.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

# Авторы внесли равный вклад в исследование.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (гранты № 20-04-00873-a (синтез аналогов, молекулярный докинг, связывание с рибосомами) и № 19-34-51021 (in vitro трансляция, пробинг)). Работа выполнена с использованием оборудования, приобретенного за счет средств Программы развития Московского университета.

Благодарности

Мы благодарим А.А. Богданова за инициирование и поддержку работ по изучению пептидных производных рибосомных антибиотиков. Авторы также благодарят А.Л. Коневегу за предоставленные для работы рибосомы и BODIPY-Met-tRNA; М.В. Серебрякову за масс-спектрометрические анализы; Ю.К. Гришина за ЯМР-спектры.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания выполненных авторами исследований с участием людей или использованием животных в качестве объектов.

Дополнительные материалы

Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) (http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya/) и на сайте издательства Springer (https://link.springer.com/journal/10541), том 85, вып. 11, 2020.

Список литературы

1. Ban, N., Nissen, P., Hansen, J., Moore, P. B., and Steitz, T. A. (2000) The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 Å resolution, Science, 289, 905-920, doi: 10.1126/science.289.5481.905.

2. Nissen, P., Hansen, J., Ban, N., Moore, P. B., and Steitz, T. A. (2000) The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis, Science, 289, 920-930, doi: 10.1126/science.289.5481.920.

3. Harms, J., Schluenzen, F., Zarivach, R., Bashan, A., Gat, S., Agmon, I., Bartels, H., Franceschi, F., and Yonath, A. (2001) High resolution structure of the large ribosomal subunit from a Mesophilic Eubacterium, Cell, 107, 679-688, doi: 10.1016/s0092-8674(01)00546-3.

4. Bogdanov, A. A., Sumbatyan, N. V., Shishkina, A. V., Karpenko, V. V., and Korshunova, G. A. (2010) Ribosomal tunnel and translation regulation, Biochemistry (Moscow), 75, 1501-1516, doi: 10.1134/S0006297910130018.

5. Duc, K. D., Batr, S. S., Bhattacharya, N., Cate, J. H. D., and Song, Y. S. (2019) Differences in the path to exit the ribosome across the three domains of life, Nucleic Acids Res., 47, 4198-4210, doi: 10.1093/nar/gkz106.

6. Gupta, P., Liu, B., Klepacki, D., Gupta, V., Sschulten, K., Mankin, A., and Vázquez-Laslop, N. (2016) Nascent peptide assists the ribosome in recognizing chemically distinct small molecules, Nat. Chem. Biol., 12, 153-158, doi: 10.1038/nchembio.1998.

7. Wilson, D. N., Arenz, S., and Beckmann, R. (2016) Translation regulation via nascent polypeptide-mediated ribosome stalling, Curr. Opin. Struct. Biol., 37, 123-133, doi: 10.1016/j.sbi.2016.01.008.

8. Gamerdinger, M., Kobayashi, K., Wallisch, A., Kreft, S. G., Sailer, C., et al. (2019) Early scanning of nascent polypeptides inside the ribosomal tunnel by NAC, Mol. Cell, 75, 996-1006, doi: 10.1016/j.molcel.2019.06.030.

9. Hansen, J. L., Moore, P. B., and Steitz, T. A. (2003) Structures of five antibiotics bound at the peptidyl transferase center of the large ribosomal subunit, J. Mol. Biol., 330, 1061-1075, doi: 10.1016/s0022-2836(03)00668-5.

10. LaMarre, J., Mendes, R. E., Szal, T., Schwarz, S., Jones, R. N., and Mankin, A. S. (2013) The genetic environment of the cfr gene and the presence of other mechanisms account for the very high linezolid resistance of Staphylococcus epidermidis isolate 426-3147L, Antimicrob. Agents Chemother., 57, 1173-1179, doi: 10.1128/AAC.02047-12.

11. Vázquez-Laslop, N., Ramu, H., Klepacki, D., and Mankin, A. S. (2010) The key function of a conserved and modified rRNA residue in the ribosomal response to the nascent peptide, EMBO J., 29, 3108-3117, doi: 10.1038/emboj.2010.180.

12. Polikanov, Y. S., Aleksashin, N. A., Beckert, B., and Wilson, D. N. (2018) The mechanisms of action of ribosome-targeting peptide antibiotics, Front. Mol. Biosci., 5, 48, doi: 10.3389/fmolb.2018.00048.

13. Arenz, S., Meydan, S., Starosta, A. L., Berninghausen, O., Beckmann, R., Vázquez-Laslop, N., and Wilson, D. N. (2014) Drug sensing by the ribosome induces translational arrest via active site perturbation, Mol. Cell, 56, 446-452, doi: 10.1016/j.molcel.2014.09.014.

14. Arenz, S., Ramu, H., Gupta, P., Berninghausen, O., Beckmann, R., Vázquez-Laslop, N., Mankin, A. S., and Wilson, D. N. (2014) Molecular basis for erythromycin-dependent ribosome stalling during translation of the ErmBL leader peptide, Nat. Commun., 5, 3501-3516, doi: 10.1038/ncomms4501.

15. Dunkle, J. A., Xiong, L., Mankin, A. S., and Cate, J. H. D. (2010) Structures of the Escherichia coli ribosome with antibiotics bound near the peptidyl transferase center explain spectra of drug action, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107, 17152-17157, doi: 10.1073/pnas.1007988107.

16. Roy, R. N., Lomakin, I. B., Gagnon, M. G., and Steitz, T. A. (2015) The mechanism of inhibition of protein synthesis by the proline-rich peptide oncocin, Nat. Struct. Mol. Biol., 22, 466-469, doi: 10.1038/nsmb.3031.

17. Seefeldt, A. C., Nguyen, F., Antunes, S., Pérébaskine, N., Graf, M., et al. (2015) The proline-rich antimicrobial peptide Onc112 inhibits translation by blocking and destabilizing the initiation complex, Nat. Struct. Mol. Biol., 22, 470-475, doi: 10.1038/nsmb.3034.

18. Florin, T., Maracci, C., Graf, M., Karki, P., Klepacki, D., et al. (2017) An antimicrobial peptide that inhibits translation by trapping release factors on the ribosome, Nat. Struct. Mol. Biol., 24, 752-757, doi: 10.1038/nsmb.3439.

19. Pérébaskine, N., Gambato, S., Mardirossian, M., Hofmann, S., Müller, C., et al. (2018) The dolphin proline-rich antimicrobial peptide Tur1a inhibits protein synthesis by targeting the bacterial ribosome, Cell Chem. Biol., 25, 530-539, doi: 10.1016/j.chembiol.2018.02.004.

20. Gagnon, M. G., Roy, R. N., Lomakin, I. B., Florin, T., Mankin, A. S., and Steitz, T. A. (2016) Structures of proline-rich peptides bound to the ribosome reveal a common mechanism of protein synthesis inhibition, Nucleic Acids Res., 44, 2439-2450, doi: 10.1093/nar/gkw018.

21. Kumar, P., Kizhakkedathu, J., and Straus, S. (2018) Antimicrobial peptides: diversity, mechanism of action and strategies to improve the activity and biocompatibility in vivo, Biomolecules, 8, 4-27, doi: 10.3390/biom8010004.

22. Mamos, P., Krokidis, M. G., Papadas, A., Karahalios, P., Starosta, A. L., Wilson, D. N., Kalpaxis, D. L., and Dinos, G. P. (2013) On the use of the antibiotic chloramphenicol to target polypeptide chain mimics to the ribosomal exit tunnel, Biochimie, 95, 1765-1772, doi: 10.1016/j.biochi.2013.06.004.

23. Tereshchenkov, A. G., Shishkina, A. V., Tashlitsky, V. N., Korshunova, G. A., Bogdanov, A. A., Sumbatyan, N. V. (2016) Interaction of chloramphenicol tripeptide analogues with the ribosome, Biochemistry (Moscow), 81, 392-400, doi: 10.1134/S000629791604009X.

24. Tereshchenkov, A. G., Dobosz-Bartoszek, M., Osterman, I. A., Marks, J., Sergeeva, V. A., et al. (2018) Binding action of amino-acid analogues of chloramphenicol upon the bacterial ribosome, J. Mol. Biol., 430, 842-852, doi: 10.1016/j.jmb.2018.01.016.

25. Graf, M., Mardirossian, M., Nguyen, F., Seefeldt, A. C., Guichard, G., Scocchi, M., Innis, C. A., Wilson, D. N. (2017) Proline-rich antimicrobial peptides targeting protein synthesis, Nat. Prod. Rep., 34, 702-711, doi: 10.1039/C7NP00020K.

26. Knappe, D., Ruden, S., Langanke, S., Tikkoo, T., Ritzer, J., Mikut, R., Martin, L. L., Hoffmann, R., and Hilpert, K. (2016) Optimization of oncocin for antibacterial activity using a SPOT synthesis approach: extending the pathogen spectrum to Staphylococcus aureus, Amino Acids, 48, 269-280, doi: 10.1007/s00726-015-2082-2.

27. Li, J., Kim, I. H., Roche, E. D., Beeman, D., Lynch, A. S., Ding, C. Z., and Ma, Z. (2006) Design, synthesis, and biological evaluation of BODIPY®–erythromycin probes for bacterial ribosomes, Bioorg. Med. Chem. Lett., 16, 794-797, doi: 10.1016/j.bmcl.2005.11.028.

28. Ji, J., Chakraborty, A., Geng, M., Zhang, X., Amini, A., Bina, M., and Regnier, F. (2000) Strategy for qualitative and quantitative analysis in proteomics based on signature peptides, J. Chromatogr. B, 745, 197-210, doi: 10.1016/s0378-4347(00)00192-4.

29. O’Boyle, N. M., Banck, M., James, C. A., Morley, C., Vandermeersch, T., and Hutchison, G. R. (2011) Open babel: an open chemical toolbox, J. Cheminformatics, 3, 33, doi: 10.1186/1758-2946-3-33.

30. Stewart, J. J. P. (2012) Optimization of parameters for semiempirical methods VI: more modifications to the NDDO approximations and re-optimization of parameters, J. Mol. Model., 19, 1-32, doi: 10.1007/s00894-012-1667-x.

31. Trott, O., and Olson, A. J. (2010) AutoDock Vina: improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading, J. Comput. Chem., 31, 455-461, doi: 10.1002/jcc.21334.

32. Alhossary, A., Handoko, S. D., Mu, Y., and Kwoh, C.-K. (2015) Fast, accurate, and reliable molecular docking with QuickVina 2, Bioinformatics, 31, 2214-2216, doi: 10.1093/bioinformatics/btv082.

33. Rebstock, M. C., Crooks, H. M., Controulis, J., and Bartz, Q. R. (1949) Chloramphenicol (chloromycetin). IV. Chemical studies, J. Am. Chem. Soc., 71, 2458-2462, doi: 10.1021/ja01175a065.

34. Yan, K., Hunt, E., Berge, J., May, E., Copeland, R. A., and Gontarek, R. R. (2005) Fluorescence polarization method to characterize macrolide-ribosome interactions, Antimicrob. Agents Chemother., 49, 3367-3372, doi: 10.1128/AAC.49.8.3367-3372.2005.

35. Wang, Z. X. (1995) An exact mathematical expression for describing competitive binding of two different ligands to a protein molecule, FEBS Lett., 360, 111-114, doi: 10.1016/0014-5793(95)00062-e.

36. Moazed, D., and Noller, H. F. (1989) Interaction of tRNA with 23S rRNA in the ribosomal A, P, and E sites, Cell, 57, 585-597, doi: 10.1016/0092-8674(89)90128-1.

37. Moazed, D., and Noller, H. F. (1989) Intermediate states in the movement of transfer RNA in the ribosome, Nature, 342, 142-148, doi: 10.1038/342142a0.

38. Svetlov, M. S., Plessa, E., Chen, C.-W., Bougas, A., Krokidis, M. G., Dinos, G. P., and Polikanov, Y. S. (2019) High-resolution crystal structures of ribosome-bound chloramphenicol and erythromycin provide the ultimate basis for their competition, RNA, 25, 600-606, doi: 10.1261/rna.069260.118.

39. Ashwood, M. S., Bishop, C. B., Cottrell, I. F., Emerson, K. M., Hands, D., Ho, G. J., Lynch, J. E., Shi, Y. J., and Wilson, R. D. (2003) Process for preparing peptide intermediates, European Patent Office, EP1226158A1.

40. Kostopoulou, O., Kourelis, T., Mamos, P., Magoulas, G., and Kalpaxis, D. (2011) Insights into the chloramphenicol inhibition effect on peptidyl transferase activity, using two new analogs of the drug, Open Enzym. Inhib. J., 411, 1-10, doi: 10.2174/1874940201104010001.

41. Bollhagen, R., Schmiedberger, M., Barlos, K., and Grell, E. (1994) A new reagent for the cleavage of fully protected peptides synthesised on 2-chlorotrityl chloride resin, J. Chem. Soc. Chem. Commun., 22, 2559-2560, doi: 10.1039/C39940002559.

42. Kuntz, I. D., Chen, K., Sharp, K. A., and Kollman, P. A. (1999) The maximal affinity of ligands, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 9997-10002, doi: 10.1073/pnas.96.18.9997.

43. Poulsen, S. M., Kofoed, C., and Vester, B. (2000) Inhibition of the ribosomal peptidyl transferase reaction by the mycarose moiety of the antibiotics carbomycin, spiramycin and tylosin, J. Mol. Biol., 304, 471-481, doi: 10.1006/jmbi.2000.4229.

44. Choi, J., Marks, J., Zhang, J., Chen, D. H., Wang, J., Vázquez-Laslop, N., Mankin, A. S., and Puglisi, J. D. (2019) Dynamics of the context-specific translation arrest by chloramphenicol and linezolid, Nat. Chem. Biol., 16, 310-317, doi: 10.1038/s41589-019-0423-2.

45. Marks, J., Kannan, K., Roncase, E. J., Klepacki, D., Kefi, A., Orelle, C., Vázquez-Laslop, N., and Mankin, A. S. (2016) Context-specific inhibition of translation by ribosomal antibiotics targeting the peptidyl transferase center, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 12150-12155, doi: 10.1073/pnas.1613055113.

46. Makarov, G. I., and Makarova, T. M. (2018) A noncanonical binding site of chloramphenicol revealed via molecular dynamics simulations, Biochim. Biophys. Acta Gen. Subj., 1862, 2940-2947, doi: 10.1016/j.bbagen.2018.09.012.