БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 9, с. 1274–1284

УДК 577.12

Различные роли изоформ актина в процессе деления эпителиальных клеток*

© 2020 Г.С. Шагиева 1, И.Б. Алиева 1,2**, К. Шапонье 3, В.Б. Дугина 1

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия; электронная почта: irina_alieva@belozersky.msu.ru

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины ФМБА России, 119435 Москва, Россия

Отделение патологии и иммунологии факультета медицины, Университет Женевы, 1205 Женева, Швейцария; электронная почта: Christine.Chaponnier@unige.ch

Поступила в редакцию 23.06.2020
После доработки 22.07.2020
Принята к публикации 25.07.2020

DOI: 10.31857/S0320972520090079

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: цитоплазматический актин, митоз, микротрубочки, клеточное деление.

Аннотация

В данной работе методом лазерной сканирующей микроскопии были исследованы распределение и функции бета- и гамма-цитоплазматических актинов на разных этапах деления неопухолевых эпителиальных клеток. Было показано, что бета- и гамма-актины пространственно разделены в ранней профазе, анафазе, телофазе и во время цитокинеза. Эксперименты с малыми интерференционными РНК показали, что снижение экспрессии как бета-актина, так и гамма-актина приводило к значительному сокращению популяции клеток. Снижение экспрессии бета-актина вызывало появление большого количества многоядерных клеток, что указывает на возможное нарушение цитокинеза в данных клетках. Подавление экспрессии гамма-актина приводило к уменьшению количества митозов. При митозе наблюдалась взаимозависимость между изоформами актина и системой микротрубочек: 1) снижение экспрессии гамма-актина приводило к нарушениям организации митотического веретена; 2) подавление полимеризации тубулина приводило к нарушениям реорганизации бета-актина: инкубация с колцемидом блокировала перенос коротких бета-актиновых полимеров из базальной области в кортикальную. Полученные результаты позволяют сделать заключение: для нормального деления клеток необходимы обе изоформы актина, но каждая изоформа дает свой специфический функциональный вклад в этот процесс.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio. msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM20-174, 03.09.2020.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (гранты №№ 18-29-09082 и 18-34-00047) и Программы развития МГУ (PNR 5.13).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Ampe, C., and Van Troys, M. (2017) Mammalian actins: isoform-specific functions and diseases, Handb. Exp. Pharmacol., 235, 1-37, doi: 10.1007/164_2016_43.

2. Dugina, V., Zwaenepoel, I., Gabbiani, G., Clement, S., Chaponnier, C., Clément, S., and Chaponnier, C. (2009) Beta and gamma-cytoplasmic actins display distinct distribution and functional diversity, J. Cell Sci., 122, 2980-2988, doi: 10.1242/jcs.041970.

3. Dugina, V., Alieva, I., Khromova, N., Kireev, I., Gunning, P. W., and Kopnin, P. (2016) Interaction of microtubules with the actin cytoskeleton via cross-talk of EB1-containing +TIPs and γ-actin in epithelial cells, Oncotarget, 7, 72699-72715, doi: 10.18632/oncotarget.12236.

4. Dogterom, M., and Koenderink, G. H. (2019) Actin–microtubule crosstalk in cell biology, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 20, 38-54, doi: 10.1038/s41580-018-0067-1.

5. Boukamp, P., Petrussevska, R. T., Breitkreutz, D., Hornung, J., Markham, A., and Fusenig, N. E. (1988) Normal keratinization in a spontaneously immortalized aneuploid human keratinocyte cell line, J. Cell Biol., 106, 761-771, doi: 10.1083/jcb.106.3.761.

6. Kovács, M., Tóth, J., Hetényi, C., Málnási-Csizmadia, A., and Sellers, J. R. (2004) Mechanism of blebbistatin inhibition of myosin II, J. Biol. Chem., 279, 35557-35563, doi: 10.1074/jbc.M405319200.

7. Alberts, B., Johnson, A., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K., and Walter, P. (2008) Cytokinesis, in Molecular Biology of the Cell, 5th Edn., Garland Science, New York, pp. 1092-1093.

8. Straight, A. F., Cheung, A., Limouze, J., Chen, I., Westwood, N. J., Sellers, J. R., and Mitchison, T. J. (2003) Dissecting temporal and spatial control of cytokinesis with a myosin II inhibitor, Science, 299, 1743-1747, doi: 10.1126/science.1081412.

9. Etienne-Manneville, S., and Hall, A. (2002) Rho GTPases in cell biology, Nature, 420, 629-635, doi: 10.1038/nature01148.

10. Bement, W. M., Miller, A. L., and Von Dassow, G. (2006) Rho GTPase activity zones and transient contractile arrays, BioEssays, 28, 983-993, doi: 10.1002/bies.20477.

11. Xiao, H., Verdier-Pinard, P., Fernandez-Fuentes, N., Burd, B., Angeletti, R., Fiser, A., Horwitz, S. B., and Orr, G. A. (2006) Insights into the mechanism of microtubule stabilization by taxol, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 10166-10173, doi: 10.1073/pnas.0603704103.

12. Borisy, G. G., and Taylor, E. W. (1967) The mechanism of action of colchicine. Colchicine binding to sea urchin eggs and the mitotic apparatus, J. Cell Biol., 34, 535-548, doi: 10.1083/jcb.34.2.535.

13. Borisy, G. G., and Taylor, E. W. (1967) The mechanism action of colchicine. Binding of colchincine-3H to cellular protein, J. Cell Biol., 34, 525-533, doi: 10.1083/jcb.34.2.525.

14. Brockmann, C., Huarte, J., Dugina, V., Challet, L., Rey, E., Conne, B., Swetloff, A., Nef, S., Chaponnier, C., and Vassalli, J.-D. (2011) Beta- and gamma-cytoplasmic actins are required for meiosis in mouse oocytes, Biol. Reprod., 85, 1025-1039, doi: 10.1095/biolreprod.111.091736.

15. Po’uha, S. T., and Kavallaris, M. (2015) Gamma-actin is involved in regulating centrosome function and mitotic progression in cancer cells, Cell Cycle, 14, 3908-3919, doi: 10.1080/15384101.2015.1120920.

16. Chen, A., Arora, P. D., McCulloch, C. A., and Wilde, A. (2017) Cytokinesis requires localized β-actin filament production by an actin isoform specific nucleator, Nat. Commun., 8, 1530, doi: 10.1038/s41467-017-01231-x.

17. Sandquist, J. C., Kita, A. M., and Bement, W. M. (2011) And the dead shall rise: actin and myosin return to the spindle, Dev. Cell, 21, 410-419, doi: 10.1016/j.devcel.2011.07.018.

18. Uzbekov, R., Kireyev, I., and Prigent, C. (2002) Centrosome separation: respective role of microtubules and actin filaments, Biol. Cell, 94, 275-288, doi: 10.1016/s0248-4900(02)01202-9.

19. Lancaster, O., LeBerre, M., Dimitracopoulos, A., Bonazzi, D., Zlotek-Zlotkiewicz, E., Picone, R., Duke, T., Piel, M., and Baum, B. (2013) Mitotic rounding alters cell geometry to ensure efficient bipolar spindle formation, Dev. Cell, 25, 270-283. doi: 10.1016/j.devcel.2013.03.014.

20. Rosenblatt, J., Cramer, L. P., Baum, B., and McGee, K. M. (2004) Myosin II-dependent cortical movement is required for centrosome separation and positioning during mitotic spindle assembly, Cell, 117, 361-372, doi: 10.1016/S0092-8674(04)00341-1.

21. Mogessie, B., and Schuh, M. (2017) Actin protects mammalian eggs against chromosome segregation errors, Science, 357, eaal1647, doi: 10.1126/science.aal1647.

22. Jordan, S. N., and Canman, J. C. (2012) Rho GTPases in animal cell cytokinesis: an occupation by the one percent, Cytoskeleton (Hoboken), 69, 919-930, doi: 10.1002/cm.21071.

23. Chen, X., Wang, K., Svitkina, T., and Bi, E. (2020) Critical roles of a RhoGEF-anillin module in septin architectural remodeling during cytokinesis, Curr. Biol., 30, 1477-1490.e3, doi: 10.1016/j.cub.2020.02.023.

24. Svitkina, T. (2018) The actin cytoskeleton and actin-based motility, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 10, a018267, doi: 10.1101/cshperspect.a018267.

25. Piekny, A. J., and Glotzer, M. (2008) Anillin is a scaffold protein that links RhoA, actin, and myosin during cytokinesis, Curr. Biol., 18, 30-36, doi: 10.1016/j.cub.2007.11.068.

26. Ridley, A. J., and Hall, A. (1992) The small GTP-binding protein Rho regulates the assembly of focal adhesions and actin stress fibers in response to growth factors, Cell, 70, 389-399, doi: 10.1016/0092-8674(92)90163-7.

27. Wagner, E., and Glotzer, M. (2016) Local RhoA activation induces cytokinetic furrows independent of spindle position and cell cycle stage, J. Cell Biol., 213, 641-649, doi: 10.1083/jcb.201603025.

28. Takaishi, K., Sasaki, T., Kameyama, T., Tsukita, S., Tsukita, S., and Takai, Y. (1995) Translocation of activated Rho from the cytoplasm to membrane ruffling area, cell–cell adhesion sites and cleavage furrows, Oncogene, 11, 39-48.

29. Kosako, H., Yoshida, T., Matsumura, F., Ishizaki, T., Narumiya, S., and Inagaki, M. (2000) Rho-kinase/ROCK is involved in cytokinesis through the phosphorylation of myosin light chain and not ezrin/radixin/moesin proteins at the cleavage furrow, Oncogene, 19, 6059-6064, doi: 10.1038/sj.onc.1203987.

30. Hall, A., and Nobes, C. D. (2000) Rho GTPases: molecular switches that control the organization and dynamics of the actin cytoskeleton, Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 355, 965-970, doi: 10.1098/rstb.2000.0632.

31. Halet, G., and Carroll, J. (2007) Rac activity is polarized and regulates meiotic spindle stability and anchoring in mammalian oocytes, Dev. Cell, 12, 309-317, doi: 10.1016/j.devcel.2006.12.010.

32. Dugina, V., Khromova, N., Rybko, V., Blizniukov, O., Shagieva, G., Chaponnier, C., Kopnin, B., and Kopnin, P. (2015) Tumor promotion by γ and suppression by β non-muscle actin isoforms, Oncotarget, 6, 14556-14571, doi: 10.18632/oncotarget.3989.

33. Dugina, V., Shagieva, G., Khromova, N., and Kopnin, P. (2018) Divergent impact of actin isoforms on cell cycle regulation, Cell Cycle, 17, 2610-2621, doi: 10.1080/15384101.2018.1553337.