Идентифицированные в животных тканях изоформы 2-оксоадипатдегидрогеназы, кодируемой геном DHTKD1, не образуются при экспрессии DHTKD1 человека в бактериальной или дрожжевой системах^*

1 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики, 119991 Москва, Россия; электронная почта: boiko.sash@gmail.com, bunik@belozersky.msu.ru

2 НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия

3 Институт экспериментальной медицины Университета имени Отто фон Гюрике,, 39120 Магдебург, Германия

4 Римский университет Ла Сапиенца, Департамент биологических наук имени А. Росси Фанелли, 00185 Рим, Италия

5 Институт молекулярной биологии и патологии, Национальный исследовательский совет, 00185, Рим, Италия

6 Первый московский государственный медицинский университет имени И.М. Сеченова, кафедра биологической химии, 119146 Москва, Россия

Поступила в редакцию 16.06.2020
После доработки 25.06.2020
Принята к публикации 26.06.2020

DOI: 10.31857/S0320972520080072

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: DHTKD1, OGDH, изофермент 2-оксоглутаратдегидрогеназы, изоформы 2-оксоадипатдегидрогеназы, карболигаза, посттрансляционные модификации.

Аннотация

В отличие от представленной во всех тканях животных 2-оксоглутаратдегидрогеназы (ОГДГ, ген OGDH), наличие в тканях ее изофермента – 2-оксоадипатдегидрогеназы (ОАДГ, ген DHTKD1) – зависит от многих факторов, и фенотип при мутациях DHTKD1 выражен редко. Поскольку оба изофермента катализируют превращения как 2-оксоглутарата, так и 2-оксоадипата, физиологическая роль ОАДГ не очевидна. По аналогии с другими представителями семейства дегидрогеназ 2-оксокислот считают, что ОАДГ является компонентом полиферментного комплекса, катализирующего окислительное декарбоксилирование 2-оксоадипата. Целью настоящего исследования являлась молекулярная характеристика ОАДГ животных тканей. Филогенетический анализ дегидрогеназ 2-оксокислот обнаружил ОАДГ лишь у животных и слизевика Dictyostelium discoideum в составе общей с бактериальными ОГДГ ветви. Исследование частично очищенной из животных тканей ОАДГ методами иммуноблоттинга и масс-спектрометрии показало, что фермент представлен двумя изоформами с мол. массами ~130 и 70 кДа. Эти изоформы не детектируются при получении ОАДГ человека в бактериальной или дрожжевой системах экспрессии, где молекулярная масса ОАДГ соответствует ожидаемой (~100 кДа). Таким образом, обнаруженные изоформы ОАДГ могут быть продуктами специфической для животных регуляции экспрессии DHTKD1 и/или посттрансляционных модификаций фермента. Положение идентифицированных пептидов ОАДГ в структуре белка свидетельствует о том, что у изоформы 70 кДа отсутствует N-концевой фрагмент, но сохранен активный центр. Поскольку N-концевой домен ОГДГ необходим для формирования полиферментного комплекса, можно предположить, что изоформа ОАДГ 70 кДа катализирует неокислительные превращения дикарбоновых 2-оксокислот, которые не требуют полиферментной структуры. В этом случае соотношение охарактеризованных изоформ ОАДГ в тканях животных может отражать соотношение окислительного и неокислительного декарбоксилирования 2-оксоадипата, катализируемого ОАДГ.

Текст статьи

Сноски

* Ускоренная публикация. Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM20-167, 30.07.2020.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Данная работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (грант 18-54-7812) и CNR (грант SAC.AD002.020.017).

Благодарности

Авторы выражают благодарность А.В. Граф и М.В. Масловой (МГУ им. М.В. Ломоносова) за предоставление образцов тканей крыс, использованных в данном исследовании.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все международные, национальные и/или институциональные принципы ухода и использования животных были соблюдены. В частности, все эксперименты с животными проводили с соблюдением этических норм согласно «Правилам проведения работ с использованием экспериментальных животных», утвержденным директивой Евросоюза 2010/63/EU. Эксперименты были одобрены Комиссией по биоэтике МГУ им. М.В. Ломоносова.

Список литературы

1. Bunik, V. I., and Degtyarev, D. (2008) Structure-function relationships in the 2-oxo acid dehydrogenase family: substrate-specific signatures and functional predictions for the 2-oxoglutarate dehydrogenase-like proteins, Proteins, 71, 874-890, doi: 10.1002/prot.21766.

2. Tsepkova, P. M., Artiukhov, A. V., Boyko, A. I., Aleshin, V. A., Mkrtchyan, G. V., Zvyagintseva, M. A., Ryabov, S. I., Ksenofontov, A. L., Baratova, L. A., Graf, A. V., and Bunik, V. I. (2017) Thiamine induces long-term changes in amino acid profiles and activities of 2-oxoglutarate and 2-oxoadipate dehydrogenases in rat brain, Biochemistry (Moscow), 82, 723-736, doi: 10.1134/S0006297917060098.

3. Artiukhov, A. V., Grabarska, A., Gumbarewicz, E., Aleshin, V. A., Kahne, T., Obata, T., Kazantsev, A. V., Lukashev, N. V., Stepulak, A., Fernie, A. R., and Bunik, V. I. (2020) Synthetic analogues of 2-oxo acids discriminate metabolic contribution of the 2-oxoglutarate and 2-oxoadipate dehydrogenases in mammalian cells and tissues, Sci. Rep., 10, 1886, doi: 10.1038/s41598-020-58701-4.

4. Nemeria, N. S., Gerfen, G., Yang, L., Zhang, X., and Jordan, F. (2018) Evidence for functional and regulatory cross-talk between the tricarboxylic acid cycle 2-oxoglutarate dehydrogenase complex and 2-oxoadipate dehydrogenase on the l-lysine, l-hydroxylysine and l-tryptophan degradation pathways from studies in vitro, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1859, 932-939, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.05.001.

5. Nemeria, N. S., Gerfen, G., Nareddy, P. R., Yang, L., Zhang, X., Szostak, M., and Jordan, F. (2018) The mitochondrial 2-oxoadipate and 2-oxoglutarate dehydrogenase complexes share their E2 and E3 components for their function and both generate reactive oxygen species, Free Radic. Biol. Med., 115, 136-145, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2017.11.018.

6. Danhauser, K., Sauer, S. W., Haack, T. B., Wieland, T., Staufner, C., Graf, E., Zschocke, J., Strom, T. M., Traub, T., Okun, J. G., Meitinger, T., Hoffmann, G. F., Prokisch, H., and Kolker, S. (2012) DHTKD1 mutations cause 2-aminoadipic and 2-oxoadipic aciduria, Am. J. Hum. Genet., 91, 1082-1087, doi: 10.1016/j.ajhg.2012.10.006.

7. Stiles, A. R., Venturoni, L., Mucci, G., Elbalalesy, N., Woontner, M., Goodman, S., and Abdenur, J. E. (2016) New cases of DHTKD1 mutations in patients with 2-ketoadipic aciduria, JIMD Rep., 25, 15-19, doi: 10.1007/8904_2015_462.

8. Amsterdam, A., Nissen, R. M., Sun, Z., Swindell, E. C., Farrington, S., and Hopkins, N. (2004) Identification of 315 genes essential for early zebrafish development, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 12792-12797, doi: 10.1073/pnas.0403929101.

9. Yap, Z. Y., Strucinska, K., Matsuzaki, S., Lee, S., Si, Y., Humphries, K., Tarnopolsky, M. A., and Yoon, W. H. (2020) A biallelic pathogenic variant in the OGDH gene results in a neurological disorder with features of a mitochondrial disease, J. Inherit. Metab. Dis., doi: 10.1002/jimd.12248.

10. Xu, W., Zhu, H., Gu, M., Luo, Q., Ding, J., Yao, Y., Chen, F., and Wang, Z. (2013) DHTKD1 is essential for mitochondrial biogenesis and function maintenance, FEBS Lett., 587, 3587-3592, doi: 10.1016/j.febslet.2013.08.047.

11. Plubell, D. L., Fenton, A. M., Wilmarth, P. A., Bergstrom, P., Zhao, Y., Minnier, J., Heinecke, J. W., Yang, X., and Pamir, N. (2018) GM-CSF driven myeloid cells in adipose tissue link weight gain and insulin resistance via formation of 2-aminoadipate, Sci. Rep., 8, 11485, doi: 10.1038/s41598-018-29250-8.

12. Timmons, J. A., Atherton, P. J., Larsson, O., Sood, S., Blokhin, I. O., Brogan, R. J., Volmar, C. H., Josse, A. R., Slentz, C., Wahlestedt, C., Phillips, S. M., Phillips, B. E., Gallagher, I. J., and Kraus, W. E. (2018) A coding and non-coding transcriptomic perspective on the genomics of human metabolic disease, Nucleic Acids Res., 46, 7772-7792, doi: 10.1093/nar/gky570.

13. Lim, J., Liu, Z., Apontes, P., Feng, D., Pessin, J. E., Sauve, A. A., Angeletti, R. H., and Chi, Y. (2014) Dual mode action of mangiferin in mouse liver under high fat diet, PLoS One, 9, e90137, doi: 10.1371/journal.pone.0090137.

14. Xu, W. Y., Zhu, H., Shen, Y., Wan, Y. H., Tu, X. D., Wu, W. T., Tang, L., Zhang, H. X., Lu, S. Y., Jin, X. L., Fei, J., and Wang, Z. G. (2018) DHTKD1 deficiency causes Charcot–Marie–Tooth disease in mice, Mol. Cell. Biol., 38, doi: 10.1128/MCB.00085-18.

15. O’Neill, E., Chiara Goisis, R., Haverty, R., and Harkin, A. (2019) L-alpha-aminoadipic acid restricts dopaminergic neurodegeneration and motor deficits in an inflammatory model of Parkinson’s disease in male rats, J. Neurosci. Res., 97, 804-816, doi: 10.1002/jnr.24420.

16. Graf, A., Kabysheva, M. S., Klimuk, E. I., Trofimova, L., Dunaeva, T., Zundorf, G., Kahlert, S., Reiser, G., Storozhevykh, T. P., Pinelis, V. G., Sokolova, N., and Bunik, V. (2009) Role of 2-oxoglutarate dehydrogenase in brain pathologies involving glutamate neurotoxicity, J. Mol. Catal. B Enzym., 61, 80-87, doi: 10.1016/j.molcatb.2009.02.016.

17. Musayev, F. N., Di Salvo, M. L., Ko, T. P., Schirch, V., and Safo, M. K. (2003) Structure and properties of recombinant human pyridoxine 5′-phosphate oxidase, Protein Sci., 12, 1455-1463, doi: 10.1110/ps.0356203.

18. Wu, S., and Letchworth, G. J. (2004) High efficiency transformation by electroporation of Pichia pastoris pretreated with lithium acetate and dithiothreitol, Biotechniques, 36, 152-154, doi: 10.2144/04361DD02.

19. Aleshin, V. A., Mkrtchyan, G. V., Kaehne, T., Graf, A. V., Maslova, M. V., and Bunik, V. I. (2020) Diurnal regulation of the function of the rat brain glutamate dehydrogenase by acetylation and its dependence on thiamine administration, J. Neurochem., 153, 80-102, doi: 10.1111/jnc.14951.

20. Altschul, S. F., Gish, W., Miller, W., Myers, E. W., and Lipman, D. J. (1990) Basic local alignment search tool, J. Mol. Biol., 215, 403-410, doi: 10.1016/S0022-2836(05)80360-2.

21. Kumar, S., Stecher, G., Li, M., Knyaz, C., and Tamura, K. (2018) MEGA X: molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms, Mol. Biol. Evol., 35, 1547-1549, doi: 10.1093/molbev/msy096.

22. Roy, A., Kucukural, A., and Zhang, Y. (2010) I-TASSER: a unified platform for automated protein structure and function prediction, Nat. Protoc., 5, 725-738, doi: 10.1038/nprot.2010.5.

23. Payne, S. H., and Loomis, W. F. (2006) Retention and loss of amino acid biosynthetic pathways based on analysis of whole-genome sequences, Eukaryot. Cell, 5, 272-276, doi: 10.1128/EC.5.2.272-276.2006.

24. Bunik, V. (2017) Vitamin-Dependent Multienzyme Complexes of 2-Oxo Acid Dehydrogenases: Structure, Function, Regulation and Medical Implications, Hauppaughe, NY, Nova Science Publishers Inc.

25. Bunik, V., Shoubnikova, A., Bisswanger, H., and Follmann, H. (1997) Characterization of thioredoxins by sodium dodecyl sulfate-slab gel electrophoresis and high performance capillary electrophoresis, Electrophoresis, 18, 762-766, doi: 10.1002/elps.1150180517.

26. Bonacci, T., Audebert, S., Camoin, L., Baudelet, E., Bidaut, G., Garcia, M., Witzel, II, Perkins, N. D., Borg, J. P., Iovanna, J. L., and Soubeyran, P. (2014) Identification of new mechanisms of cellular response to chemotherapy by tracking changes in post-translational modifications by ubiquitin and ubiquitin-like proteins, J. Proteome Res., 13, 2478-2494, doi: 10.1021/pr401258d.

27. Akimov, V., Barrio-Hernandez, I., Hansen, S. V. F., Hallenborg, P., Pedersen, A. K., Bekker-Jensen, D. B., Puglia, M., Christensen, S. D. K., Vanselow, J. T., Nielsen, M. M., Kratchmarova, I., Kelstrup, C. D., Olsen, J. V., and Blagoev, B. (2018) UbiSite approach for comprehensive mapping of lysine and N-terminal ubiquitination sites, Nat. Struct. Mol. Biol., 25, 631-640, doi: 10.1038/s41594-018-0084-y.

28. Udeshi, N. D., Mertins, P., Svinkina, T., and Carr, S. A. (2013) Large-scale identification of ubiquitination sites by mass spectrometry, Nat. Protoc., 8, 1950-1960, doi: 10.1038/nprot.2013.120.

29. Hornbeck, P. V., Zhang, B., Murray, B., Kornhauser, J. M., Latham, V., and Skrzypek, E. (2015) PhosphoSitePlus, 2014: mutations, PTMs and recalibrations, Nucleic Acids Res., 43, D512-520, doi: 10.1093/nar/gku1267.

30. McCartney, R. G., Rice, J. E., Sanderson, S. J., Bunik, V., Lindsay, H., and Lindsay, J. G. (1998) Subunit interactions in the mammalian alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex. Evidence for direct association of the alpha-ketoglutarate dehydrogenase and dihydrolipoamide dehydro-genase components, J. Biol. Chem., 273, 24158-24164.

31. Arndt, C., Koristka, S., Feldmann, A., Bartsch, H., and Bachmann, M. (2012) Coomassie-Brilliant Blue staining of polyacrylamide gels, Methods Mol. Biol., 869, 465-469, doi: 10.1007/978-1-61779-821-4_40.