БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 7, с. 940–947

УДК 577.1

Регуляция белком p53 метаболизма млекопитающих, зависимого от тиамина (витамина В1)*

© 2020 В.И. Буник 1,2,3**, В.А. Алешин 1,2, С. Жоу 4, Ш. Кришнан 4, А. Карлссон 4

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, 119991 Москва, Россия; электронная почта: bunik@belozersky.msu.ru

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики, 119991 Москва, Россия

Первый Московский государственный медицинский университет имени И. М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации, 119992 Москва, Россия

Отделение Клинической Микробиологии, Отдел Лабораторной Медицины, Каролинский Институт, Больница Каролинского Университета, 14186 Стокгольм, Швеция

Поступила в редакцию 25.05.2020
После доработки 09.06.2020
Принята к публикации 09.06.2020

DOI: 10.31857/S0320972520070088

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: клетки А549, цисплатин, глутатион, р53, р21, сукцинилфосфонат, тиамин-зависимый метаболизм.

Аннотация

Транскрипционный фактор р53 – один из главных регуляторов энергетического обмена. В свою очередь, энергетический обмен сильно зависит от тиамина (витамина B1) и/или его природных производных, причем известно, что основное производное, тиаминдифосфат (ТДФ), влияет на связывание p53 с ДНК. Чтобы получить системный взгляд на регуляцию зависимого от тиамина метаболизма белком р53, мы оценили предполагаемые сайты связывания p53 с ДНК вблизи участков инициации транскрипции генов, кодирующих транспортеры и ферменты, связанные с тиамином и/или его производными. Предсказания подтверждены экспериментальным исследованием изменений метаболизма в ответ на активатор р53 – цисплатин. Экспрессия p53 и его известной мишени, p21, была определена в клетках аденокарциномы легкого человека линии A549, обладающих функционирующим p53. Анализ проводили в контрольных клетках и клетках после обработки цисплатином. Также измеряли активности или экспрессию ряда ферментов энергетического метаболизма, зависимого от тиамина. Наряду с повышенной экспрессией р53 и р21 цисплатин влиял на  активность метаболических ферментов, для генов которых были предсказаны участки связывания р53. Активность изофермента глутаматдегидрогеназы 2 сильно снижалась, тогда как активность NADP-зависимых изоцитратдегидрогеназ и малик-ферментов, а также 2-оксоглутаратдегидрогеназы с эндогенным уровнем ТДФ повышались. В то же время NAD-зависимая изоцитратдегидрогеназа, митохондриальная аспартатаминотрансфераза и два изофермента малатдегидрогеназы, у которых не было предсказано связывание p53 вблизи участков инициации транскрипции, также увеличивали свою активность после инкубации с цисплатином. Зависимая от р53 регуляция анализируемых метаболических ферментов лучше коррелировала с индукцией мишени р53 – р21, нежели с индукцией самого р53.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM20-130, 24.06.2020.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Исследование выполнено при финансовой поддержке шведского Ракового фонда (грант № CAN 2016/1342-1345 Анне Карлссон) и Российского научного фонда (грант № 18-14-00116 Виктории И. Буник).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов.

Соблюдение этических норм

Все международные, национальные и институциональные принципы проведения экспериментов были соблюдены. В частности, эксперименты с культурой клеток, представленные в этом исследовании, были проведены в Каролинском институте и одобрены местной комиссией по этике.

Список литературы

1. Beckerman, R., and Prives, C. (2010) Transcriptional regulation by p53, Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 2, a000935, doi: 10.1101/cshperspect.a000935.

2. Lo, P. K., Chen, J. Y., Tang, P. P., Lin, J., Lin, C. H., Su, L. T., Wu, C. H., Chen, T. L., Yang, Y., and Wang, F. F. (2001) Identification of a mouse thiamine transporter gene as a direct transcriptional target for p53, J. Biol. Chem., 276, 37186-37193, doi: 10.1074/jbc.M104701200.

3. Itahana, Y., and Itahana, K. (2018) Emerging roles of p53 family members in glucose metabolism, Int. J. Mol. Sci., 19, 776, doi: 10.3390/ijms19030776.

4. Janky, R., Verfaillie, A., Imrichova, H., Van de Sande, B., Standaert, L., Christiaens, V., Hulselmans, G., Herten, K., Naval Sanchez, M., Potier, D., Svetlichnyy, D., Kalender Atak, Z., Fiers, M., Marine, J. C., and Aerts, S. (2014) iRegulon: from a gene list to a gene regulatory network using large motif and track collections, PLoS Comput. Biol., 10, e1003731, doi: 10.1371/journal.pcbi.1003731.

5. Wang, B., Niu, D., Lam, T. H., Xiao, Z., and Ren, E. C. (2014) Mapping the p53 transcriptome universe using p53 natural polymorphs, Cell Death Differ., 21, 521-532, doi: 10.1038/cdd.2013.132.

6. McLure, K. G., Takagi, M., and Kastan, M. B. (2004) NAD+ modulates p53 DNA binding specificity and function, Mol. Cell. Biol., 24, 9958-9967, doi: 10.1128/MCB.24.22.9958-9967.2004.

7. Breen, L., Heenan, M., Amberger-Murphy, V., and Clynes, M. (2007) Investigation of the role of p53 in chemotherapy resistance of lung cancer cell lines, Anticancer Res., 27, 1361-1364.

8. Guntur, V. P., Waldrep, J. C., Guo, J. J., Selting, K., and Dhand, R. (2010) Increasing p53 protein sensitizes non-small cell lung cancer to paclitaxel and cisplatin in vitro, Anticancer Res., 30, 3557-3564.

9. Jonus, H. C., Hanberry, B. S., Khatu, S., Kim, J., Luesch, H., Dang, L. H., Bartlett, M. G., and Zastre, J. A. (2018) The adaptive regulation of thiamine pyrophosphokinase-1 facilitates malignant growth during supplemental thiamine conditions, Oncotarget, 9, 35422-35438, doi: 10.18632/oncotarget.26259.

10. Duan, L., Perez, R. E., Chen, L., Blatter, L. A., and Maki, C. G. (2018) p53 promotes AKT and SP1-dependent metabolism through the pentose phosphate pathway that inhibits apoptosis in response to Nutlin-3a, J. Mol. Cell Biol., 10, 331-340, doi: 10.1093/jmcb/mjx051.

11. Ye, L., Gu, L., Caprioli, J., and Piri, N. (2018) RNA-binding protein Rbpms is represented in human retinas by isoforms A and C and its transcriptional regulation involves Sp1-binding site, Mol. Genet. Genomics, 293, 819-830, doi: 10.1007/s00438-018-1423-8.

12. Sidibe, A., Ropraz, P., Jemelin, S., Emre, Y., Poittevin, M., Pocard, M., Bradfield, P. F., and Imhof, B. A. (2018) Angiogenic factor-driven inflammation promotes extravasation of human proangiogenic monocytes to tumours, Nat. Commun., 9, 355, doi: 10.1038/s41467-017-02610-0.

13. Bunik, V. I., Denton, T. T., Xu, H., Thompson, C. M., Cooper, A. J., and Gibson, G. E. (2005) Phosphonate analogues of α-ketoglutarate inhibit the activity of the α-ketoglutarate dehydrogenase complex isolated from brain and in cultured cells, Biochemistry, 44, 10552-10561, doi: 10.1021/bi0503100.

14. Aleshin, V. A., Artiukhov, A. V., Oppermann, H., Kazantsev, A. V., Lukashev, N. V., and Bunik, V. I. (2015) Mitochondrial impairment may increase cellular NAD(P)H: resazurin oxidoreductase activity, perturbing the NAD(P)H-based viability assays, Cells, 4, 427-451, doi: 10.3390/cells4030427.

15. Plaitakis, A., Latsoudis, H., and Spanaki, C. (2011) The human GLUD2 glutamate dehydrogenase and its regulation in health and disease, Neurochem. Int., 59, 495-509, doi: 10.1016/j.neuint.2011.03.015.

16. Cox, G. F., and Davies, D. D. (1967) Nicotinamide-adenine dinucleotide-specific isocitrate dehydrogenase from pea mitochondria. Purification and properties, Biochem. J., 105, 729-734, doi: 10.1042/bj1050729.

17. Artiukhov, A. V., Grabarska, A., Gumbarewicz, E., Aleshin, V. A., Kahne, T., Obata, T., Kazantsev, A. V., Lukashev, N. V., Stepulak, A., Fernie, A. R., and Bunik, V. I. (2020) Synthetic analogues of 2-oxo acids discriminate metabolic contribution of the 2-oxoglutarate and 2-oxoadipate dehydrogenases in mammalian cells and tissues, Sci. Rep., 10, 1886, doi: 10.1038/s41598-020-58701-4.

18. Boyko, A., Ksenofontov, A., Ryabov, S., Baratova, L., Graf, A., and Bunik, V. (2017) Delayed influence of spinal cord injury on the amino acids of NO metabolism in rat cerebral cortex is attenuated by thiamine, Front. Med., 4, 249, doi: 10.3389/fmed.2017.00249.

19. Hissin, P. J., and Hilf, R. (1976) A fluorometric method for determination of oxidized and reduced glutathione in tissues, Anal. Biochem., 74, 214-226, doi: 10.1016/0003-2697(76)90326-2.

20. Senft, A. P., Dalton, T. P., and Shertzer, H. G. (2000) Determining glutathione and glutathione disulfide using the fluorescence probe o-phthalaldehyde, Anal. Biochem., 280, 80-86, doi: 10.1006/abio.2000.4498.

21. Mkrtchyan, G., Aleshin, V., Parkhomenko, Y., Kaehne, T., Di Salvo, M. L., Parroni, A., Contestabile, R., Vovk, A., Bettendorff, L., and Bunik, V. (2015) Molecular mechanisms of the non-coenzyme action of thiamin in brain: biochemical, structural and pathway analysis, Sci. Rep., 5, 12583, doi: 10.1038/srep12583.

22. Aleshin, V. A., Mkrtchyan, G. V., and Bunik, V. I. (2019) Mechanisms of the non-coenzyme action of thiamin: protein targets and medical significance, Biochemistry (Moscow), 84, doi: 10.1134/S0320972519080013.

23. Chornyy, S., Parkhomenko, Y., and Chorna, N. (2017) Thiamine antagonists trigger p53-dependent apoptosis in differentiated SH-SY5Y cells, Sci. Rep., 7, 10632, doi: 10.1038/s41598-017-10878-x.

24. Contractor, T., and Harris, C. R. (2012) p53 negatively regulates transcription of the pyruvate dehydrogenase kinase Pdk2, Cancer Res., 72, 560-567, doi: 10.1158/0008-5472.CAN-11-1215.

25. Zhou, X., Paredes, J. A., Krishnan, S., Curbo, S., and Karlsson, A. (2015) The mitochondrial carrier SLC25A10 regulates cancer cell growth, Oncotarget, 6, 9271-9283, doi: 10.18632/oncotarget.3375.

26. Chen, B., Shen, Z., Wu, D., Xie, X., Xu, X., Lv, L., Dai, H., Chen, J., and Gan, X. (2019) Glutathione peroxidase 1 promotes NSCLC resistance to cisplatin via ROS-induced activation of PI3K/AKT pathway, BioMed Res. Int., 2019, 7640547, doi: 10.1155/2019/7640547.

27. Jang, D. E., Song, J., Park, J. W., Yoon, S. H., and Bae, Y. S. (2020) Protein kinase CK2 activates Nrf2 via autophagic degradation of Keap1 and activation of AMPK in human cancer cells, BMB Rep., 53, 272-277.

28. Kil, I. S., Huh, T. L., Lee, Y. S., Lee, Y. M., and Park, J. W. (2006) Regulation of replicative senescence by NADP+-dependent isocitrate dehydrogenase, Free Radic. Biol. Med., 40, 110-119, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2005.08.021.

29. Jiang, P., Du, W., Mancuso, A., Wellen, K. E., and Yang, X. (2013) Reciprocal regulation of p53 and malic enzymes modulates metabolism and senescence, Nature, 493, 689-693, doi: 10.1038/nature11776.

30. Lee, S. M., Dho, S. H., Ju, S. K., Maeng, J. S., Kim, J. Y., and Kwon, K. S. (2012) Cytosolic malate dehydrogenase regulates senescence in human fibroblasts, Biogerontology, 13, 525-536, doi: 10.1007/s10522-012-9397-0.

31. Lee, S. M., Kim, J. H., Cho, E. J., and Youn, H. D. (2009) A nucleocytoplasmic malate dehydrogenase regulates p53 transcriptional activity in response to metabolic stress, Cell Death Differ., 16, 738-748, doi: 10.1038/cdd.2009.5.

32. Mkrtchyan, G., Graf, A., Bettendorff, L., and Bunik, V. (2016) Cellular thiamine status is coupled to function of mitochondrial 2-oxoglutarate dehydrogenase, Neurochem. Int., 101, 66-75, doi: 10.1016/j.neuint.2016.10.009.

33. Zhang, L., Cooper, A. J., Krasnikov, B. F., Xu, H., Bubber, P., Pinto, J. T., Gibson, G. E., and Hanigan, M. H. (2006) Cisplatin-induced toxicity is associated with platinum deposition in mouse kidney mitochondria in vivo and with selective inactivation of the α-ketoglutarate dehydrogenase complex in LLC-PK1 cells, Biochemistry, 45, 8959-8971, doi: 10.1021/bi060027g.