БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 5, с. 695–705

УДК 577.15: 541.128

Роль аминокислотных остатков Arg243 и His239 в процессе узнавания поврежденного нуклеотида урацил-ДНК-гликозилазой человека SMUG1*

© 2020 Д.А. Яковлев 1,2, И.В. Алексеева 1, Н.А. Кузнецов 1**, О.С. Федорова 1**

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, 630090 Новосибирск, Россия; электронная почта: nikita.kuznetsov@niboch.nsc.ru, fedorova@niboch.nsc.ru

Новосибирский государственный университет, факультет естественных наук, 630090 Новосибирск, Россия

Поступила в редакцию 03.02.2020
После доработки 17.03.2020
Принята к публикации 19.03.2020

DOI: 10.31857/S0320972520050085

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: репарация ДНК, урацил-ДНК-гликозилаза человека SMUG1, флуоресценция, конформационная динамика, метод «остановленного потока».

Аннотация

Урацил-ДНК-гликозилаза человека SMUG1 удаляет из ДНК остатки урацила и некоторые другие неканонические или поврежденные основания. Несмотря на функциональную важность SMUG1, для нее до сих пор не получены рентгеноструктурные данные. Ранее нами проведено гомологичное моделирование структуры SMUG1 и сделан вывод о роли некоторых аминокислотных остатков в процессе узнавания поврежденных нуклеотидов и их удаления из ДНК. В настоящей работе методом «остановленного потока» в режиме реального времени по изменению интенсивности флуоресценции остатков Trp фермента и 2-аминопурина и флуорофоров, обеспечивающих резонансный перенос энергии флуоресценции (FRET), в ДНК изучена кинетика конформационных переходов в белке и ДНК-субстратах в ходе ферментативного процесса. Установлен кинетический механизм взаимодействия и рассчитаны кинетические параметры образования и распада интермедиатов реакции. Полученные результаты позволили уточнить роль а.о. His239 и Arg243 в процессе узнавания поврежденного нуклеотида и удаления повреждения при катализе урацил-ДНК-гликозилазой человека SMUG1.

Сноски

* Статья на английском языке опубликована в режиме открытого доступа на сайте издательства Springer (https://link.springer.com/journal/10541), том 85, вып. 5, 2020.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 16-14-10038) и частичной поддержке бюджетного финансирования для обеспечения регламентных работ на использованном оборудовании № АААА-А17-117020210022-4.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с участием людей или использованием животных в качестве объектов исследований.

Список литературы

1. Lari, S.-U., Chen, C.-Y., Vertéssy, B. G., Morré, J., and Bennett, S. E. (2006) Quantitative determination of uracil residues in Escherichia coli DNA: contribution of ung, dug, and dut genes to uracil avoidance, DNA Repair (Amst), 5, 1407-1420.

2. Lindahl, T. (1993) Instability and decay of the primary structure of DNA, Nature, 362, 709-715.

3. Lewis, C. A., Crayle, J., Zhou, S., Swanstrom, R., Wolfenden, R., and Wolfenden, R. (2016) Cytosine deamination and the precipitous decline of spontaneous mutation during Earth’s history, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 8194-8199.

4. Jaszczur, M., Bertram, J. G., Pham, P., Scharff, M. D., and Goodman, M. F. (2013) AID and Apobec3G haphazard deamination and mutational diversity, Cell. Mol. Life Sci., 70, 3089-108.

5. Rebhandl, S., Hümer, M., Greil, R., and Geisberger, R. (2015) AID/APOBEC deaminases and cancer, Oncoscience, 2, 320.

6. Ladner, R. D. (2001) The role of dUTPase and uracil-DNA repair in cancer chemotherapy, Curr. Protein Pept. Sci., 2, 361-370.

7. Jacobs, A. L., and Schar, P. (2012) DNA glycosylases: in DNA repair and beyond, Chromosoma, 121, 1-20.

8. Visnes, T., Doseth, B., Pettersen, H. S., Hagen, L., Sousa, M. M., Akbari, M., Otterlei, M., Kavli, B., Slupphaug, G., and Krokan, H. E. (2009) Uracil in DNA and its processing by different DNA glycosylases, Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 364, 563-568.

9. Kavli, B., Sundheim, O., Akbari, M., Otterlei, M., Nilsen, H., Skorpen, F., Aas, P. A., Hagen, L., Krokan, H. E., and Slupphaug, G. (2002) hUNG2 is the major repair enzyme for removal of uracil from U : A matches, U : G mismatches, and U in single-stranded DNA, with hSMUG1 as a broad specificity backup, J. Biol. Chem., 277, 39926-39936.

10. Wibley, J. E. A., Waters, T. R., Haushalter, K., Verdine, G. L., and Pearl, L. H. (2003) Structure and specificity of the vertebrate anti-mutator uracil-DNA glycosylase SMUG1, Mol. Cell, 11, 1647-1659.

11. Hashimoto, H., Hong, S., Bhagwat, A. S., Zhang, X., and Cheng, X. (2012) Excision of 5-hydroxymethyluracil and 5-carboxylcytosine by the thymine DNA glycosylase domain: its structural basis and implications for active DNA demethylation, Nucleic Acids Res., 40, 10203-10214.

12. Hashimoto, H., Zhang, X., and Cheng, X. (2012) Excision of thymine and 5-hydroxymethyluracil by the MBD4 DNA glycosylase domain: structural basis and implications for active DNA demethylation, Nucleic Acids Res., 40, 8276-8284.

13. Sjolund, A. B., Senejani, A. G., and Sweasy, J. B. (2013) MBD4 and TDG: multifaceted DNA glycosylases with ever expanding biological roles, Mutat. Res., 743744, 12-25.

14. Ito, S., and Kuraoka, I. (2015) Epigenetic modifications in DNA could mimic oxidative DNA damage: a double-edged sword, DNA Repair (Amst), 32, 52-57.

15. Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2020) Kinetic milestones of damage recognition by DNA glycosylases of the Helix-hairpin-Helix structural superfamily, Adv. Exp. Biol. Med., (in press).

16. Brooks, S. C., Adhikary, S., Rubinson, E. H., and Eichman, B. F. (2013) Recent advances in the structural mechanisms of DNA glycosylases, Biochim. Biophys. Acta, 1834, 247-271.

17. Dunn, A. R., Kad, N. M., Nelson, S. R., Warshaw, D. M., and Wallace, S. S. (2011) Single Qdot-labeled glycosylase molecules use a wedge amino acid to probe for lesions while scanning along DNA, Nucleic Acids Res., 39, 7487-7498.

18. Lee, A. J., Warshaw, D. M., and Wallace, S. S. (2014) Insights into the glycosylase search for damage from single-molecule fluorescence microscopy, DNA Repair, 20, 23-31.

19. Nelson, S. R., Dunn, A. R., Kathe, S. D., Warshaw, D. M., and Wallace, S. S. (2014) Two glycosylase families diffusively scan DNA using a wedge residue to probe for and identify oxidatively damaged bases, Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 111, E2091-E2099.

20. Lee, A. J., and Wallace, S. S. (2016) Visualizing the search for radiation-damaged DNA bases in real time, Radiat. Phys. Chem. Oxf. Engl. 1993, 128, 126-133.

21. Lee, A. J., and Wallace, S. S. (2017) Hide and seek: how do DNA glycosylases locate oxidatively damaged DNA bases amidst a sea of undamaged bases? Free Radic. Biol. Med., 107, 170-178.

22. Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2016) Thermodynamic analysis of fast stages of specific lesion recognition by DNA repair enzymes, Biochemistry (Moscow), 81, 1136-1152.

23. Iakovlev, D. A., Alekseeva, I. V., Vorobjev, Y. N., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2019) The role of active-site residues Phe98, HiS239, and Arg243 in DNA binding and in the catalysis of human uracil–DNA glycosylase SMUG1, Molecules, 24, doi: 10.3390/molecules24173133.

24. Zhang, Z., Shen, J., Yang, Y., Li, J., Cao, W., and Xie, W. (2016) Structural basis of substrate specificity in geobacter metallireducens SMUG1, ACS Chem. Biol., 11, 1729-1736.

25. Matsubara, M., Tanaka, T., Terato, H., Ohmae, E., Izumi, S., Katayanagi, K., and Ide, H. (2004) Mutational analysis of the damage-recognition and catalytic mechanism of human SMUG1 DNA glycosylase, Nucleic Acids Res., 32, 5291-5302.

26. Kuznetsova, A. A., Iakovlev, D. A., Misovets, I. V., Ishchenko, A. A., Saparbaev, M. K., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2017) Pre-steady-state kinetic analysis of damage recognition by human single-strand selective monofunctional uracil-DNA glycosylase SMUG1, Mol. Biosyst., 13, 2638-2649.

27. Kuznetsov, N. A., Faleev, N. G., Kuznetsova, A. A., Morozova, E. A., Revtovich, S. V., Anufrieva, N. V., Nikulin ,A. D. D., Fedorova, O. S., and Demidkina, T. V. (2015) Pre-steady-state kinetic and structural analysis of interaction of methionine gamma-lyase from Citrobacter freundii with inhibitors, J. Biol. Chem., 290, 671-681.

28. Kladova, O. A., Krasnoperov, L. N., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2018) Kinetics and thermodynamics of DNA processing by wild type DNA-glycosylase endo III and its catalytically inactive mutant forms, Genes (Basel), 9, doi: 10.3390/genes9040190.

29. Kladova, O. A., Kuznetsova, A. A., Fedorova, O. S., and Kuznetsov, N. A. (2017) Mutational and kinetic analysis of lesion recognition by Escherichia coli endonuclease VIII, Genes (Basel), 8, 1-13.

30. Yakovlev, D. A., Kuznetsova, A. A., Fedorova, O. S., and Kuznetsov, N. A. (2017) Search for modified DNA sites with the human methyl-CpG-binding enzyme MBD4, Acta Naturae, 9, 88-98.

31. Kuzmic, P. (1996) Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: application to HIV proteinase, Anal. Biochem., 237, 260-273.

32. Alekseeva, I. V., Davletgildeeva, A. T., Arkova, O. V., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2019) The impact of single-nucleotide polymorphisms of human apurinic/ apyrimidinic endonuclease 1 on specific DNA binding and catalysis, Biochimie, 163, 73-83.

33. Kladova, O. A., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2019) Thermodynamic parameters of endonuclease VIII interactions with damaged DNA, Acta Naturae, 11, 29-37.

34. Miroshnikova, A. D., Kuznetsova, A. A., Kuznetsov, N. A., and Fedorova, O. S. (2016) Thermodynamics of damaged DNA binding and catalysis by human AP endonuclease 1, Acta Naturae, 8, 103-110.

35. Rachofsky, E. L., Osman, R., and Ross, J. B. A. (2001) Probing structure and dynamics of DNA with 2-aminopurine: effects of local environment on fluorescence, Biochemistry, 40, 946-956.