БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 3, с. 412–427

УДК 579.242;579.222.2

Альтернативный путь метаболизма нафталина у штамма Rhodococcus opacus 3D, включающий образование орто-фталевой и производных коричной кислоты

© 2020 Т.О. Анохина, Т.З. Есикова, А.Б. Гафаров, В.Н. Поливцева, Б.П. Баскунов, И.П. Соляникова *

Федеральный исследовательский центр «Пущинский научный центр биологических исследований РАН», Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина РАН, 142290 Пущино Московской обл., Россия; электронная почта: innas@IBPM.Pushchino.ru

Поступила в редакцию 01.11.2019
После доработки 06.12.2019
Принята к публикации 06.12.2019

DOI: 10.31857/S0320972520030112

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: Rhodococcus opacus, нафталин, салициловая кислота, орто-фталевая кислота, 2-гидроксикоричная кислота, гены биодеградации, ферментативная активность.

Аннотация

Нафталин, как один из компонентов нефти, относится к широко распространенным в окружающей среде поллютантам. Биохимические и генетические аспекты деградации нафталина наиболее полно изучены у бактерий рода Pseudomonas. Известно, что салицилат является ключевым интермедиатом деградации этого соединения у псевдомонад. В данной работе исследована способность штамма Rhodococcus opacus 3D использовать нафталин в качестве единственного источника углерода и энергии. Особенностью этого штамма является отсутствие роста в минеральной среде с салицилатом, типичным интермедиатом биодеградации нафталина у грамотрицательных бактерий. Отсутствие активности фермента салицилатгидроксилазы и динамика накопления салицилата при культивировании штамма R. opacus 3D в минеральной среде с нафталином свидетельствуют об альтернативном пути окисления нафталина данной культурой. Показана способность исследуемого штамма использовать в качестве ростовых субстратов моноароматические соединения – соли гентизиновой, протокатеховой, орто-фталевой, 2-гидроксикоричной кислот и кумарин. На основании определения активности ферментов, идентификации интермедиатов, анализа генетических детерминант и определения спектра ростовых субстратов было сделано заключение, что штамм R. opacus 3D осуществляет деструкцию нафталина по альтернативному, не характерному для псевдомонад, пути, включающему образование орто-фталевой кислоты. В данной работе методом масс-спектрометрии впервые показано, что образующийся в следовых количествах и неметаболизируемый далее ассоциат салициловой кислоты накапливался в ростовой среде в виде димера.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при частичной финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 18-34-00964).

Благодарности

Авторы искренне благодарят к.б.н. М.И. Чернявскую (Белорусский государственный университет, г. Минск, Республика Беларусь) за предоставление штамма R. pyridinivorans 5Ap (L5A-BSU) и д.б.н. Е.Г. Плотникову (Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН, г. Пермь, Россия) за предоставление штамма R. wratislaviensis G10.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания выполненных авторами исследований с участием людей или использованием животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Juhasz, A.L., and Naidu, R. (2000) Bioremediation of high molecular weight PAHs: a review of the microbial degradation of benzo[a]pyrene, Int. Biodeterior. Biodegrad., 45, 57–88, doi: 10.1016/S0964-8305(00)00052-4.

2. Fonger, G.C., Hakkinen, P., Jordan, S., and Publicker, S. (2014) The National Library of Medicine’s (NLM) Hazardous Substances Data Bank (HSDB): background, recent enhancements and future plans, Toxicology, 325, 209–216, doi: 10.1016/j.tox.2014.09.003.

3. Davies, J.I., and Evans, W.C. (1964) Oxidative metabolism of naphthalene nucleus by soil pseudomonads – ring fission mechanism, Biochem. J., 91, 251–261, doi: 10.1042/bj0910251.

4. Jeffrey, A.M., Yeh, H.J., Jerina, D.M., Patel, T.R., Davey, J.F., and Gibson, D.T. (1975) Initial reactions in the oxidation of naphthalene by Pseudomonas putida, Biochemistry, 14, 575–584, doi: 10.1021/bi00674a018.

5. Patel, T.R., and Barnsley, E.A. (1980) Naphthalene metabolism by pseudomonads: purification and properties of 1,2-dihydroxynaphthalene dioxygenase, J. Bacteriol., 143, 668–673.

6. Assinder, S.J., and Williams, P.A. (1988) Comparison of the meta pathway operons on NAH plasmid pWW60-22 and TOL plasmid pWW53-4 and its evolutionary significance, J. Gen. Microbiol., 134, 2769–2778, doi: 10.1099/00221287-134-10-2769.

7. Rossello-Mora, R.A., Lalucat, J., and Garcia-Valdes, E. (1994) Comparative biochemical and genetic analysis of naphthalene degradation among Pseudomonas stutzeri strains, Appl. Environ. Microbiol., 60, 966–972.

8. Tay, M., Roizman, D., Cohen, Y., Tolker-Nielsen, T., Givskov, M., and Yang, L. (2014) Draft genome sequence of the model naphthalene-utilizing organism Pseudomonas putida OUS82, Genome Announc., 2, e01161-13, doi: 10.1128/genomeA.01161-13.

9. Yen, K.M., and Serdar, C.M. (1988) Genetics of naphthalene catabolism in pseudomonads, Crit. Rev. Microbiol., 15, 247–268.

10. Кочетков В.В., Балакшина В.В., Мордухова Е.А., Боронин А.М. (1997) Плазмиды биодеградации нафталина в ризосферных бактериях рода Pseudomonas, Микробиология, 66, 211–216.

11. Sevastsyanovich, Y.R., Krasowiak, R., Bingle, L.E.H., Haines, A.S., Sokolov, S.L., Kosheleva, I.A., Leuchuk, A.A., Titok, M.A., Smalla, K., and Thomas, C.M. (2008) Diversity of IncP-9 plasmids of Pseudomonas, Microbiology, 154, 2929–2941, doi: 10.1099/mic.0.2008/017939-0.

12. Kiyohara, H., Torigoe, S., Kaida, N., Asaki, T., Iida, T., Hayashi, H., and Takizawa, N. (1994) Cloning and characterization of a chromosomal gene cluster, pah, that encodes the upper pathway for phenanthrene and naphthalene utilization by Pseudomonas putida OUS82, J. Bacteriol., 176, 2439–2443, doi: 10.1128/jb.176.8.2439-2443.1994.

13. Meyer, S., Moser, R., Neef, A., Stahl, U., and Kampfer, P. (1999) Differential detection of key enzymes of polyaromatic-hydrocarbon-degrading bacteria using PCR and gene probes, Microbiology, 145, 1731–1741, doi: 10.1099/13500872-145-7-1731.

14. Moser, R., and Stahl, U. (2001) Insights into the genetic diversity of initial dioxygenases from PAH-degrading bacteria, Appl. Microbiol. Biotechnol., 55, 609–618, doi: 10.1007/s002530000489.

15. Kauppi, B., Lee, K., Carredano, E., Parales, R.E., and Gibson, D.T. (1998) Structure of an aromatic ring-hydroxylating dioxygenase naphthalene 1,2-dioxygenase, Structure, 6, 571–586, doi: 10.1016/s0969-2126(98)00059-8.

16. Parales, R.E., Parales, J.V., and Gibson, D.T. (1999) Aspartate 205 in the catalytic domain of naphthalene dioxygenase is essential for activity, J. Bacteriol., 181, 1831–1837.

17. Bosch, R., Moore, E.R., Garcia-Valdes, E., and Pieper, D.H. (1999) NahW, a novel, inducible salicylate hydroxylase involved in mineralization of naphthalene by Pseudomonas stutzeri AN10, J. Bacteriol., 181, 2315–2322.

18. Eaton, R.W., and Chapman, P.J. (1992) Bacterial metabolism of naphthalene: construction and use of recombinant bacteria to study ring cleavage of 1,2-dihydroxynaphthalene and subsequent reactions, J. Bacteriol., 174, 7542–7554, doi: 10.1128/jb.174.23.7542-7554.1992.

19. Fuenmayor, S.L., Wild, M., Boyes, A.L., and Williams, P.A. (1998) A gene cluster encoding steps in conversion of naphthalene to gentisate in Pseudomonas sp. strain U2, J. Bacteriol., 180, 2522–2530.

20. Hickey, W.J., Sabat, G., Yuroff, A.S., Arment, A.R., and Perez-Lesher, J. (2001) Cloning, nucleotide sequencing, and functional analysis of a novel, mobile cluster of biodegradation genes from Pseudomonas aeruginosa strain JB2, Appl. Environ. Microbiol., 67, 4603–4609, doi: 10.1128/aem.67.10.4603-4609.2001.

21. Lee, J., Min, K.R., Kim, Y.C., Kim, C.K., Lim, J.Y., Yoon, H., Min, K.H., Lee, K.S., and Kim, Y. (1995) Cloning of salicylate hydroxylase gene and catechol 2,3-dioxygenase gene and sequencing of an intergenic sequence between the two genes of Pseudomonas putida KF715, Biochem. Biophys. Res. Commun., 211, 382–388, doi: 10.1006/bbrc.1995.1825.

22. Feng, Y., Khoo, H.E., and Poh, C.L. (1999) Purification and characterization of gentisate 1,2-dioxygenases from Pseudomonas alcaligenes NCIB 9867 and Pseudomonas putida NCIB 9869, Appl. Environ. Microbiol., 65, 946–950.

23. Chua, C.H., Feng, Y., Yeo, C.C., Khoo, H.E., and Poh, C.L. (2001) Identification of amino acid residues essential for catalytic activity of gentisate 1,2-dioxygenase from Pseudomonas alcaligenes NCIB 9867, FEMS Microbiol. Lett., 204, 141–146, doi: 10.1007/s10529-007-9421-7.

24. Zhou, N.Y., Fuenmayor, S.L., and Williams, P.A. (2001) nag genes of Ralstonia (formerly Pseudomonas) sp. strain U2 encoding enzymes for gentisate catabolism, J.Bacteriol., 183, 700–708, doi: 10.1128/JB.183.2.700-708.2001.

25. Goetz, F.E., and Harmuth, L.J. (1992) Gentisate pathway in Salmonella typhimurium: metabolism of m-hydroxybenzoate and gentisate, FEMS Microbiol. Lett., 76, 45–49, doi: 10.1016/0378-1097(92)90361-q.

26. Civilini, M., de Bertoldi, M., and Tell, G. (1999) Molecular characterization of Pseudomonas aeruginosa 2NR degrading naphthalene, Lett. Appl. Microbiol., 29, 181–186, doi: 10.1046/j.1365-2672.1999.00613.x.

27. Старовойтов И.И., Нефедова М.Ю., Яковлев Г.И., Зякун А.М., Аданин В.М. (1975) Гентизиновая кислота – продукт микробного окисления нафталина, Известия АН СССР Сер. хим., 9, 2091–2092.

28. Monticello, D.J., Bakker, D., Schell, M., and Finnerty, W.R. (1985) Plasmid-borne TnS insertion mutations resulting in accumulation of gentisate from salicylate, Appl. Environ. Microbiol., 49, 761–764.

29. Fu, W., and Oriel, P. (1998) Gentisate 1,2-dioxygenase from Haloferax sp. D1227, Extremophiles, 2, 439–446, doi: 10.1007/s007920050090.

30. Werwath, J., Arfmann, H.A., Pieper, D.H., Timmis, K.N., and Wittich, R.M. (1998) Biochemical and genetic characterization of a gentisate 1,2-dioxygenase from Sphingomonas sp. strain RW5, J. Bacteriol., 180, 4171–4176.

31. Uz, I., Duan, Y.P., and Ogram, A. (2000) Characterization of the naphthalene-degrading bacterium, Rhodococcus opacus M213, FEMS Microbiol. Lett., 185, 231–238, doi: 10.1111/j.1574-6968.2000.tb09067.x.

32. Auffret, M., Labbe, D., Thouand, G., Greer, C.W., and Fayolle-Guichard, F. (2009) Degradation of a mixture of hydrocarbons, gasoline, and diesel oil additives by Rhodococcus aetherivorans and Rhodococcus wratislaviensis, Appl. Environ. Microbiol., 75, 7774–7782, doi: 10.1128/AEM.01117-09.

33. Larkin, M.J., Kulakov, L.A., and Allen, C.C. (2005) Biodegradation and Rhodococcus – masters of catabolic versatility, Curr. Opin. Biotechnol., 16, 282–290, doi: 10.1016/j.copbio.2005.04.007.

34. Dong, L., Nakashima, N., Tamura, N., and Tamura, T. (2004) Isolation and characterization of the Rhodococcus opacus thiostrepton-inducible genes tipAL and tipAS: application for recombinant protein expression in Rhodococcus, FEMS Microbiol. Lett., 237, 35–40, doi: 10.1016/j.femsle.2004.06.012.

35. Kulakov, L.A., Chen, S., Allen, C.C., and Larkin, M.J. (2005) Web-type evolution of Rhodococcus gene clusters associated with utilization of naphthalene, Appl. Environ. Microbiol., 71, 1754–1764, doi: 10.1007/978-3-642-12937-7_3.

36. Grund, E., Denecke, B., and Eichenlaub, R. (1992) Naphthalene degradation via salicylate and gentisate by Rhodococcus sp. strain B4, Appl. Environ. Microbiol., 58, 1874–1877.

37. Allen, C., Boyd, D., and Larkin, M. (1997) Metabolism of naphthalene, 1-naphthol, indene, and indole by Rhodococcus sp. strain NCIMB 12038, Appl. Environ. Microbiol., 63, 151–155.

38. Larkin, M.J., and Day, M.J. (1986) The metabolism of carbaryl by three bacterial isolates, Pseudomonas spp. (NCBI12042 and 12043) and Rhodococcus sp. (NCIB12038) from garden soil, J. Appl. Bacteriol., 60, 233–242, doi: 10.1111/j.1365-2672.1986.tb01078.x.

39. Горлатов С.Н., Мальцева О.В., Шевченко В.Л., Головлева Л.А. (1989) Разложение хлорфенолов культурой Rhodococcus erythropolis, Микробиология, 58, 802–806.

40. Чернявская М.И. (2016) Характеристика штаммов нафталинутилизирующих бактерий рода Rhodococcus, Труды БГУ. Физиологические, биохимические и молекулярные основы функционирования биосистем, 11, 190–197.

41. Плотникова Е.Г., Рыбкина Д.О., Ананьина Л.Н., Ястребова О.В., Демаков В.А. (2006) Характеристика микроорганизмов, выделенных из техногенных почв Прикамья, Экология, 4, 261–268.

42. Измалкова Т.Ю., Гафаров А.Б., Сазонова О.И., Соколов С.Л., Кошелева И.А., Боронин А.М. (2018) Разнообразие микроорганизмов-нефтедеструкторов Финского залива Балтийского моря в зимний и летний периоды, Микробиология, 87, 204–214.

43. Anokhina, T.O., Volkova, O.V., Puntus, I.F., Filonov, A.E., Kochetkov, V.V., and Boronin, A.M. (2006) Plant growth-promoting Pseudomonas bearing catabolic plasmids: naphthalene degradation and effect on plants, Process Biochemistry, 41, 2417–2423, doi: 10.1016/j.procbio.2006.06.026.

44. Lane, D.J. (1991) 16S/23S rRNA sequencing, in: Nucleic acid techniques in bacterial systematic (Stackebrandt, E., and Goodfellow, M., eds), John Wiley and Sons, New York, NY, pp. 115–175.

45. Subashchandrabose, S.R., Venkateswarlu, K., Naidu, R., and Megharaj, M. (2019) Biodegradation of high-molecular weight PAHs by Rhodococcus wratislaviensis strain 9: overexpression of amidohydrolase induced by pyrene and BaP, Sci. Total Environ., 651, 813–821, doi: 10.1007/978-3-030-24035-6_3.

46. Choi, K.Y., Kim, D., Sul, W.J., Chae, J.C., Zylstra, G.J., Kim, Y.M., and Kim, E. (2005) Molecular and biochemical analysis of phthalate and terephthalate degradation by Rhodococcus sp. strain DK17, FEMS Microbiol. Lett., 252, 207–213, doi: 10.1016/j.femsle.2005.08.045.

47. Kulakov, L.A., Delcroix, V.A., Larkin, M.J., Ksenzenko, V.N., and Kulakova, A.N. (1998) Cloning of new Rhodococcus extradiol dioxygenase genes and study of their distribution in different Rhodococcus strains, Microbiology, 144, 955–963, doi: 10.1099/00221287-144-4-955.

48. Li, C., Zhang, C., Song, G., Liu, H., Sheng, G., Ding, Z., Wang, Z., Sun, Y., Xu, Y., and Chen, J. (2016) Characterization of a protocatechuate catabolic gene cluster in Rhodococcus ruber OA1 involved in naphthalene degradation, Ann. Microbiol., 66, 469–478, doi: 10.1007/s13213-015-1132-z.

49. Соляникова И.П., Борзова О.В., Емельянова Е.В., Шумкова Е.С., Присяжная Н.В., Плотникова Е.Г., Головлева Л.А. (2016) Диоксигеназы, индуцирующиеся при разложении бензоата деструкторами хлорбифенилов Rhodococcus wratislaviensis G10 и хлорфенолов Rhodococcus opacus 1CP, и гены, потенциально вовлеченные в этот процесс, Биохимия, 81, 1239–1253.

50. Thompson, J.D., Higgins, D.G., and Gibson, T.J. (1994) CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice, Nucleic Acids Res., 22, 4673–4680, doi: 10.1093/nar/22.22.4673.

51. Dua, R.D., and Meera, S. (1981) Purification and characterisation of naphthalene oxygenase from Corynebacterium renale, Eur. J. Biochem., 120, 461–465, doi: 10.1111/j.1432-1033.1981.tb05724.x.

52. Shamsuzzaman, K.M., and Barnsley, E.A. (1974) The regulation of naphthalene oxygenase in pseudomonads, J. Gen. Microbiol., 83, 165–170, doi: 10.1099/00221287-83-1-165.

53. Hegeman, G.D. (1966) Synthesis of the enzymes of the mandelate pathway by Pseudomonas putida. I. Synthesis of enzymes by the wild type, J. Bacteriol., 91, 1140–1154.

54. Crawford, R.L., Hutton, S.W., and Chapman, P.J. (1975) Purification and properties of gentisate 1,2-dioxygenase from Moraxella osloensis, J. Bacteriol., 121, 794–799.

55. Fujisawa, H., and Hayaishi, O. (1968) Protocatechuate 3,4-dioxygenase. I. Crystallization and characterization, J. Biol. Chem., 243, 2673–2681.

56. Schlomann, M., Schmidt, E., and Knackmuss, H.J. (1990) Different types of dienelactone hydrolase in 4-fluorobenzoate-utilizing bacteria, J. Bacteriol., 172, 5112–5118, doi: 10.1128/jb.172.9.5112-5118.1990.

57. Кулакова А.Н. (1988) Природа генетического контроля катаболизма нафталина и салициловой кислоты у штамма Pseudomonas putida BSA202. Дис. канд. биол. наук, ИБФМ, Пущино.

58. Pathak, A., Chauhan, A., Blom, J., Indest, K.J., Jung, C.M., Stothard, P., Bera, G., Green, S.J., and Ogram, A. (2016) Comparative genomics and metabolic analysis reveals peculiar characteristics of Rhodococcus opacus strain M213 particularly for naphthalene degradation, PLoS One, 11, e0161032, doi: 10.1371/journal.pone.0161032.

59. Martinkova, L., Uhnakova, B., Patek, M., Nesvera, J., and Kren, V. (2009) Biodegradation potential of the genus Rhodococcus, Environ. Int., 35, 162–177, doi: 10.1016/j.envint.2008.07.018.

60. McLeod, M.P., Warren, R.L., Hsiao, W.W., Araki, N., Myhre, M., Fernandes, C., Miyazawa, D., Wong, W., Lillquist, A.L., Wang, D., Dosanjh, M., Hara, H., Petrescu, A., Morin, R.D., Yang, G., Stott, J.M., Schein, J.E., Shin, H., Smailus, D., Siddiqui, A.S., Marra, M.A., Jones, S.J., Holt, R., Brinkman, F.S., Miyauchi, K., Fukuda, M., Davies, J.E., Mohn, W.W., and Eltis, L.D. (2006) The complete genome of Rhodococcus sp. RHA1 provides insights into a catabolic powerhouse, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 15582–15587, doi: 10.1073/pnas.0607048103.

61. Kulakova, A.N., Reid, K.A., Larkin, M.J., Allen, C.C., and Kulakov, L.A. (1996) Isolation of Rhodococcus rhodochrous NCIMB 13064 derivatives with new biodegradative abilities, FEMS Microbiol. Lett., 145, 227–231, doi: 10.1111/j.1574-6968.1996.tb08582.x.

62. Anastasi, E., MacArthur, I., Scortti, M., Alvarez, S., Giguere, S., and Vazquez-Boland, J.A. (2016) Pangenome and phylogenomic analysis of the pathogenic actinobacterium Rhodococcus equi, Genome Biol. Evol., 8, 3140–3148, doi: 10.1007/s00203-019-01695-z.

63. Annweiler, E., Richnow, H.H., Antranikian, G., Hebenbrock, S., Garms, C., Franke, S., Francke, W., and Michaelis, W. (2000) Naphthalene degradation and incorporation of naphthalene-derived carbon into biomass by the thermophile Bacillus thermoleovorans, Appl. Environ. Microbiol., 66, 518–523, doi: 10.1128/aem.66.2.518-523.2000.

64. Bubinas, A., Giedraityte, G., Kalediene, L., Nivinskiene, O., and Butkiene, R. (2008) Degradation of naphthalene by thermophilic bacteria via a pathway through protocatechuic acid, Cent. Eur. J. Biol., 3, 61–68, doi: 10.2478/s11535-007-0042-x.

65. Van Herwijnen, R., Springael, D., Slot, P., Govers, H.A., and Parsons, J.A. (2003) Degradation of anthracene by Mycobacterium sp. strain LB501T proceeds via a novel pathway, through o-phthalic acid, Appl. Environ. Microbiol., 69, 186–190, doi: 10.1128/aem.69.1.186-190.2003.