БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 3, с. 399–411

УДК 577.322

Сравнительный анализ агрегации рибосомного белка bS1 и его стабильного фрагмента из Thermus thermophilus

© 2020 С.Ю. Гришин 1, У.Ф. Джус 1, О.М. Селиванова 1, В.А. Балобанов 1, А.К. Сурин 1,2,3, О.В. Галзитская 1,4*

Институт белка РАН, 142290 Пущино, Моcковcкая обл., Россия; электронная почта: ogalzit@vega.protres.ru

Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии, 142279 Оболенск, Моcковcкая обл., Россия; электронная почта: alan@vega.protres.ru

Филиал Института биоорганической химии им. акад. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 142290 Пущино, Моcковcкая обл., Россия

Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН, 142290 Пущино, Моcковcкая обл., Россия

Поступила в редакцию 21.10.2019
После доработки 24.12.2019
Принята к публикации 11.01.2020

DOI: 10.31857/S0320972520030100

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: агрегация белков, рибосомный белок, bS1, домен, Thermus thermophilus, ионная сила раствора, масс-спектрометрия.

Аннотация

Многодоменный бактериальный белок bS1 является самым большим и функционально важным белком 30S субъединицы рибосомы, взаимодействующим как с мРНК, так и с белками. Известно, что белок bS1 обладает высокой склонностью к формированию ассоциатов, однако детально этот процесс не изучали. Для рибосомного белка bS1, а также его стабильного фрагмента из Thermus thermophilus нами были получены суперпродуцентные штаммы, выделены и очищены препараты рекомбинантного рибосомного белка bS1 из T. thermophilus, а также его стабильного фрагмента bS1(49). Методами флуоресцентной спектроскопии, динамического рассеяния света и высокоэффективной жидкостной хроматографии, совмещенной с масс-спектрометрическим анализом продуктов ограниченного протеолиза, показано, что неструктурированные участки на N– и С-концах белка bS1 могут играть ключевую роль в его агрегации. При этом полученный фрагмент белка bS1(49) менее склонен к формированию агрегатов по сравнению с целым белком из T. thermophilus. Выявленные особенности могут быть использованы для получения белковых кристаллов и выяснения структуры стабильного фрагмента белка bS1.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ (проект № 18-14-00321) и при участии Центра коллективного пользования «Структурно-функциональные исследования белков и РНК» ИБ РАН (584307). ЭМ исследования были проведены на базе оборудования ЦКП (№ 670266).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с участием людей или использованием животных в качестве объектов исследований.

Список литературы

1. Chiti, F., and Dobson, C.M. (2006) Protein misfolding, functional amyloid, and human disease, Annu. Rev. Biochem., 75, 333–366.

2. Dovidchenko, N.V., and Galzitskaya, O.V. (2015) Computational approaches to identification of aggregation sites and the mechanism of amyloid growth, Adv. Exp. Med. Biol., 855, 213–239.

3. Galzitskaya, O. (2019) New mechanism of amyloid fibril formation, Curr. Protein Pept. Sci., 20, 630–640.

4. Solovyov, K.V., Gasteva, A.A., Egorov, V.V., Aleinikova, T.D., Sirotkin, A.K., Shvartsman, A.L., and Shavlovsky, M.M. (2006) Role of the C-terminal fragment of human transthyretin in abnormal fibrillogenesis, Biochemistry (Moscow), 71, 543–549.

5. Pilla, S.P., Thomas, A., and Bahadur, R.P. (2019) Dissecting macromolecular recognition sites in ribosome: implication to its self-assembly, RNA Biol., 16, 1300–1312.

6. Pechmann, S., Willmund, F., and Frydman, J. (2013) The ribosome as a hub for protein quality control, Mol. Cell, 49, 411–421.

7. Chaillou, T. (1985) Ribosome specialization and its potential role in the control of protein translation and skeletal muscle size, J. Appl. Physiol., 127, 599–607.

8. Schieber, G.L., and O’Brien, T.W. (1982) Extraction of proteins from the large subunit of bovine mitochondrial ribosomes under nondenaturing conditions, J. Biol. Chem., 257, 8781–8787.

9. Wittmann, H.G., Stöfflet, G., Hindennach, I., Kurland, C.G., Birge, E.A., Randall-Hazelbauer, L., Nomura, M., Kaltschmidt, E., Mizushima, S., Traut, R.R., and Bickle, T.A. (1971) Correlation of 30S ribosomal proteins of Escherichia coli isolated in different laboratories, Mol. Gen. Genet., 111, 327–330.

10. Ban, N., Beckmann, R., Cate, J.H., Dinman, J.D., Dragon, F., Ellis, S.R., Lafontaine, D.L., Lindahl, L., Liljas, A., Lipton, J.M., McAlear, M.A., Moore, P.B., Noller, H.F., Ortega, J., Panse, V.G., Ramakrishnan, V., Spahn, C.M., Steitz, T.A., Tchorzewski, M., Tollervey, D., Warren, A.J., Williamson, J.R., Wilson, D., Yonath, A., and Yusupov, M. (2014) A new system for naming ribosomal proteins, Curr. Opin. Struct. Biol., 24, 165–169.

11. Giri, L., and Subramanian, A.R. (1977) Hydrodynamic properties of protein S1 from Escherichia coli ribosome, FEBS Lett., 81, 199–203.

12. Laughrea, M., and Moore, P.B. (1977) Physical properties of ribosomal protein S1 and its interaction with the 30 S ribosomal subunit of Escherichia coli, J. Mol. Biol., 112, 399–421.

13. Tedin, K., Resch, A., and Bläsi, U. (1997) Requirements for ribosomal protein S1 for translation initiation of mRNAs with and without a 5′ leader sequence, Mol. Microbiol., 25, 189–199.

14. Wower, I.K. (2000) Binding and cross-linking of tmRNA to ribosomal protein S1, on and off the Escherichia coli ribosome, EMBO J., 19, 6612–6621.

15. Deryusheva, E.I., Machulin, A.V., Selivanova, O.M., and Galzitskaya, O.V. (2017) Taxonomic distribution, repeats, and functions of the S1 domain-containing proteins as members of the OB-fold family, Proteins, 85, 602–613.

16. Bycroft, M., Hubbard, T.J.P., Proctor, M., Freund, S.M.V., and Murzin, A.G. (1997) The solution structure of the S1 RNA binding domain: a member of an ancient nucleic acid-binding fold, Cell, 88, 235–242.

17. Mihailovich, M., Militti, C., Gabaldón, T., and Gebauer, F. (2010) Eukaryotic cold shock domain proteins: highly versatile regulators of gene expression, BioEssays, 32, 109–118.

18. Machulin, A.V., Deryusheva. E.I., Selivanova, O.M., and Galzitskaya, O.V. (2019) The number of domains in the ribosomal protein S1 as a hallmark of the phylogenetic grouping of bacteria, PLoS One, 14, e0221370.

19. Дерюшева Е.И., Мачулин А.В., Селиванова О.М., Сердюк И.Н. (2010) Семейство рибосомных белков S1 содержит уникальный консервативный домен, Молекулярная биология, 44, 728–734.

20. Machulin, A., Deryusheva, E., Lobanov, M., and Galzitskaya, O. (2019) Repeats in S1 proteins: flexibility and tendency for intrinsic disorder, Int. J. Mol. Sci., 20, 2377.

21. Subramanian, A.R. (1983) Structure and functions of ribosomal protein S1, Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 28, 101–142.

22. Sengupta, J., Agrawal, R.K., and Frank, J. (2001) Visualization of protein S1 within the 30S ribosomal subunit and its interaction with messenger RNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 11991–11996.

23. Boni, I.V., Artamonova, V.S., and Dreyfus, M. (2000) The last RNA-binding repeat of the Escherichia coli ribosomal protein S1 is specifically involved in autogenous control, J. Bacteriol., 182, 5872–5879.

24. Salah, P., Bisaglia, M., Aliprandi, P., Uzan, M., Sizun, C., and Bontems, F. (2009) Probing the relationship between gram-negative and gram-positive S1 proteins by sequence analysis, Nucleic Acids Res., 37, 5578–5588.

25. Loveland, A.B., and Korostelev, A.A. (2018) Structural dynamics of protein S1 on the 70S ribosome visualized by ensemble cryo-EM, Methods, 137, 55–66.

26. Cava, F., Hidalgo, A., and Berenguer, J. (2009) Thermus thermophilus as biological model, Extremophiles, 13, 213–231.

27. Sedelnikova, S.E., Agalarov, S.C., Garber, M.B., and Yusupov, M.M. (1987) Proteins of the Thermus thermophilus ribosome purification of several individual proteins and crystallization of protein TL7, FEBS Lett., 220, 227–230.

28. Shiryaev, V.M., Selivanova, O.M., Hartsch, T., Nazimov, I.V., and Spirin, A.S. (2002) Ribosomal protein S1 from Thermus thermophilus: its detection, identification and overproduction 1, FEBS Lett., 525, 88–92.

29. Selivanova, O.M., Shiryaev, V.M., Tiktopulo, E.I., Potekhin, S.A., and Spirin, A.S. (2003) Compact globular structure of Thermus thermophilus ribosomal protein S1 in solution, J. Biol. Chem., 278, 36311–36314.

30. Selivanova, O.M., Fedorova, Y.Y., and Serduyk, I.N. (2007) Proteolysis of ribosomal protein S1 from Escherichia coli and Thermus thermophilus leads to formation of two different fragment, Biochemistry (Moscow), 72, 1225–1232.

31. Тимченко А.А., Ширяев В.М., Федорова Ю.Ю., Кихара Х., Кимура К., Виллумайт Р., Гарамус В.М., Селиванова О.М. (2007) Конформация рибосомного белка S1 из Thermus thermophilus в растворе при разных ионных условиях, Биофизика, 52, 216–222.

32. Theobald, D.L., Mitton-Fry, R.M., and Wuttke, D.S. (2003) Nucleic acid recognition by OB-fold proteins, Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 32, 115–133.

33. Selivanova, O.M., Guryanov, S.G., Enin, G.A., Skabkin, M.A., Ovchinnikov, L.P., and Serdyuk, I.N. (2010) YB-1 is capable of forming extended nanofibrils, Biochemistry (Moscow), 75, 115–120.

34. Guryanov, S.G., Selivanova, O.M., Nikulin, A.D., Enin, G.A., Melnik, B.S., Kretov, D.A., Serdyuk, I.N., and Ovchinnikov, L.P. (2012) Formation of amyloid-like fibrils by Y-box binding protein 1 (YB-1) is mediated by its cold shock domain and modulated by disordered terminal domains, PLoS One, 7, e36969.

35. William Studier, F., Rosenberg, A.H., Dunn, J.J., and Dubendorff, J.W. (1990) Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes, Methods Enzymol., 185, 60–89.

36. Bradford, M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem., 72, 248–254.

37. Gill, S.C., and von Hippel, P.H. (1989) Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data, Anal. Biochem., 182, 319–326.

38. Savitzky, A., and Golay, M.J.E. (1964) Smoothing and differentiation of data by simplified least squares procedures, Anal. Biochem., 36, 1627–1639.

39. Micsonai, A., Wien, F., Bulyáki, É., Kun, J., Moussong, É., Lee, Y.-H., Goto, Y., Réfrégiers, M., and Kardos, J. (2018) BeStSel: a web server for accurate protein secondary structure prediction and fold recognition from the circular dichroism spectra, Nucleic Acids Res., 46, 315–322.

40. Balobanov, V.A., Katina, N.S., Finkelstein, A.V., and Bychkova, V.E. (2017) Intermediate states of apomyoglobin: are they parts of the same area of conformations diagram? Biochemistry (Moscow), 82, 625–631.

41. Surin, A.K., Grishin, S.Y., and Galzitskaya, O.V. (2019) Identification of amyloidogenic regions in the spine of insulin fibrils, Biochemistry (Moscow), 84, 47–55.

42. Zhang, J., Xin, L., Shan, B., Chen, W., Xie, M., Yuen, D., Zhang, W., Zhang, Z., Lajoie, G.A., and Ma, B. (2012) PEAKS DB: de novo sequencing assisted database search for sensitive and accurate peptide identification, Mol. Cell. Proteomics, 11, M111.010587.

43. Катина Н.С., Суворина М.Ю., Григорашвили Е.И., Марченков В.В., Рябова Н.А., Никулин А.Д.,Сурин А.К. (2016) Определение участков апомиоглобина, образующих межмолекулярные взаимодействия в амилоидных агрегатах методом масс-спектрометрии высокого разрешения, Масс-спектрометрия, 13, 225–234.

44. Селиванова О.М., Гришин С.Ю., Глякина А.В., Садгян А.С., Ушакова Н.И., Галзитская О.В. (2018) Анализ аналогов инсулина и стратегия их дальнейшей разработки, Успехи биологической химии, 58, 313–346.

45. Yusupov, M.M., Garber, M.B., Vasiliev, V.D., and Spirin, A.S. (1991) Thermus thermophilus ribosomes for crystallographic studies, Biochimie, 73, 887–897.

46. Tung, C.S., and Sanbonmatsu, K.Y. (2004). Atomic model of the Thermus thermophilus 70S ribosome developed in silico, Biophys. J., 87, 2714–2722.