БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 2, с. 239–247

УДК 577.1

Тимохинон вызывает повреждение митохондрий и гибель зернистых нейронов мозжечка*

© 2020 E.B. Стельмашук 1, Н.С. Четвериков 2, С.A. Голышев 3, E.E. Генрихс 1, Н.K. Исаев 1,2**

Научный центр неврологии, 125367 Москва, Россия

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119991 Москва, Россия; электронная почта: nisaev61@mail.ru

НИИ физико-химической биологии им. A.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия

Поступила в редакцию 11.07.2019
После доработки 11.11.2019
Принята к публикации 13.11.2019

DOI: 10.31857/S0320972520020074

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: тимохинон, митохондрия, зернистые нейроны мозжечка, N-ацетил-L-цистеин.

Аннотация

Тимохинон (TQ) обладает широким спектром биологической активности. Большинство исследований, направленных на изучение нейротоксического действия TQ, проводится на моделях раковых клеточных линий. Данная работа проведена для определения токсических концентраций TQ в первичных культурах нейронов. Показано, что добавление 0,04–0,05 мМ TQ на 24 ч индуцировало дозозависимую гибель культивированных зернистых нейронов мозжечка (КЗН). Используя CellROX Green и MitoSox Red, обнаружено, что гибели клеток предшествует увеличение образования свободных радикалов. Конфокальная и электронная микроскопия показали, что добавление 0,05 мМ TQ в течение 5 ч индуцировало необычное изменение локализации митохондрий в клетке, увеличение размеров этих органелл и набухание клеток. Антиоксидант N-ацетил-L-цистеин (NAC, 2 мМ) значимо защищал КЗН от этого токсического действия. В совокупности полученные данные позволяют предположить, что TQ может быть токсичным для нормальных нейронов, а ROS-зависимые процессы изменения митохондрий являются одной из основных причин повреждения и смерти нейронов, вызванной тимохиноном.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio. msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM19-215, 23.12.2019.

** Адресат для корреспонденции.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в исследованиях с участием животных, соответствовали этическим стандартам учреждения, в котором проводили исследования, и утвержденным правовым актам РФ и международных организаций. Обращение и экспериментальные процедуры с животными выполняли в соответствии с директивами Совета Европейского сообщества 86/609/ЕЕС об использовании животных для экспериментальных исследований.

Список литературы

1. Burits, M., and Bucar, F. (2000) Antioxidant activity of Nigella sativa essential oil, Phytother. Res., 14, 323–328.

2. Hajhashemi, V., Ghannadi, A., and Jafarabadi, H. (2004) Black cumin seed essential oil, as a potent analgesic and anti-inflammatory drug, Phytother. Res., 18, 195–199, doi: 10.1002/ptr.1390.

3. Ahmed, A.M., Al-Olayan, E.M., Aboul-Soud, M.A., and Al-Khedhairy, A.A. (2010) The immune enhancer, thymoquinone, and the hope of utilizing the immune system of Aedes caspius against disease agents, Afr. J. Biotechnol., 9, 3183–3195.

4. Khader, M., Bresgen, N., and Eckl, P.M. (2010) Antimutagenic effects of ethanolic extracts from selected Palestinian medicinal plants, J. Ethnopharmacol., 127, 319–324, doi: 10.1016/j.jep.2009.11.001.

5. Al-Majed, A.A., Al-Omar, F.A., and Nagi, M.N. (2006) Neuroprotective effects of thymoquinone against transient forebrain ischemia in the rat hippocampus, Eur. J. Pharmacol., 543, 40–47, doi: 10.1016/j.ejphar.2006.05.046.

6. Hosseinzadeh, H., Parvardeh, S., Asl, M.N., Sadeghnia, H.R., and Ziaee, T. (2007) Effect of thymoquinone and Nigella sativa seeds oil on lipid peroxidation level during global cerebral ischemia-reperfusion injury in rat hippocampus, Phytomedicine, 14, 621–627, doi: 10.1016/j.phymed.2006.12.005.

7. Alhebshi, A.H., Gotoh, M., and Suzuki, I. (2013) Thymoquinone protects cultured rat primary neurons against amyloid β-induced neurotoxicity, Biochem. Biophys. Res. Commun., 433, 362–367, doi: 10.1016/j.bbrc.2012.11.139.

8. Khan, A., Vaibhav, K., Javed, H., Khan, M.M., Tabassum, R., Ahmed, M.E., Srivastava, P., Khuwaja, G., Islam, F., Siddiqui, M.S., Safhi, M.M., and Islam, F. (2012) Attenuation of Aβ-induced neurotoxicity by thymoquinone via inhibition of mitochondrial dysfunction and oxidative stress, Mol. Cell Biochem., 369, 55–65, doi: 10.1007/s11010-012-1368-x.

9. Firdaus, F., Zafeer, M.F., Anis, E., Ahmad, F., Hossain, M.M., Ali, A., and Afzal, M. (2019) Evaluation of phyto-medicinal efficacy of thymoquinone against Arsenic induced mitochondrial dysfunction and cytotoxicity in SH-SY5Y cells, Phytomedicine, 54, 224–230, doi: 10.1016/j.phymed.2018.09.197.

10. Firdaus, F., Zafeer, M.F., Waseem, M., Ullah, R., Ahmad, M., and Afzal, M. (2018) Thymoquinone alleviates arsenic induced hippocampal toxicity and mitochondrial dysfunction by modulating mPTP in Wistar rats, Biomed Pharmacother., 102, 1152–1160, doi: 10.1016/j.biopha.2018.03.159.

11. Radad, K.S., Al-Shraim, M.M., Moustafa, M.F., and Rausch, W.D. (2015) Neuroprotective role of thymoquinone against 1-methyl-4-phenylpyridinium-induced dopaminergic cell death in primary mesencephalic cell culture, Neurosciences (Riyadh), 20.

12. Genrikhs, E.E., Stelmashook, E.V., Popova, O.V., Kapay, N.A., Korshunova, G.A., Sumbatyan, N.V., Skrebitsky, V.G., Skulachev, V.P., and Isaev, N.K. (2015) Mitochondria-targeted antioxidant SkQT1 decreases trauma-induced neurological deficit in rat and prevents amyloid-β-induced impairment of long-term potentiation in rat hippocampal slices, J. Drug Target., 23, 347–352, doi: 10.3109/1061186X.2014.997736.

13. Isaev, N.K., Stelmashook, E.V., Genrikhs, E.E., Korshunova, G.A., Sumbatyan, N.V., Kapkaeva, M.R., and Skulachev, V.P. (2016) Neuroprotective properties of mitochondria-targeted antioxidants of the SkQ-type, Rev. Neurosci., 27, 849–855, doi: 10.1515/revneuro-2016-0036.

14. El-Najjar, N., Chatila, M., Moukadem, H., Vuorela, H., Ocker, M., Gandesiri, M., Schneider-Stock, R., and Gali-Muhtasib, H. (2010) Reactive oxygen species mediate thymoquinone-induced apoptosis and activate ERK and JNK signaling, Apoptosis, 15, 183–195, doi: 10.1007/s10495-009-0421-z.

15. Park, E.J., Chauhan, A.K., Min, K.J., Park, D.C., and Kwon, T.K. (2016) Thymoquinone induces apoptosis through downregulation of c-FLIP and Bcl-2 in renal carcinoma Caki cells, Oncol. Rep., 36, 2261–2267, doi: 10.3892/or.2016.5019.

16. Assaf, M.D., Semaan, J., El-Sabban, M., Al-Jaouni, S.K., Azar, R., Kamal, M.A., and Harakeh, S. (2018) Inhibition of proliferation and induction of apoptosis by thymoquinone via modulation of TGF family, p53, p21 and Bcl-2α in leukemic cells, Anticancer Agents Med. Chem., 18, 210–215, doi: 10.2174/1871520617666170912133054.

17. Gurung, R.L., Lim, S.N., Khaw, A.K., Soon, J.F., Shenoy, K., Mohamed Ali, S., Jayapal, M., Sethu, S., Baskar, R., and Hande, M.P. (2010) Thymoquinone induces telomere shortening, DNA damage and apoptosis in human glioblastoma cells, PLoS One, 5, e12124, doi: 10.1371/journal.pone.0012124.

18. Paramasivam, A., Sambantham, S., Shabnam, J., Raghunandhakumar, S., Anandan, B., Rajiv, R., Vijayashree Priyadharsini, J., and Jayaraman, G. (2012) Anti-cancer effects of thymoquinone in mouse neuroblastoma (Neuro-2a) cells through caspase-3 activation with down-regulation of XIAP, Toxicol. Lett., 213, 151–149, doi: 10.1016/j.toxlet.2012.06.011.

19. Paramasivam, A., Raghunandhakumar, S., Priyadharsini, J.V., and Jayaraman, G. (2015) In vitro anti-neuroblastoma activity of thymoquinone against Neuro-2a cells via cell-cycle arrest, Asian. Pac. J. Cancer Prev., 16, 8313-8319, doi: 10.7314/apjcp.2015.16.18.8313.

20. Elmaci, I., and Altinoz, M.A. (2016) Thymoquinone: an edible redox-active quinone for the pharmacotherapy of neurodegenerative conditions and glial brain tumors. A short review. Biomed. Pharmacother., 83, 635–640, doi: 10.1016/j.biopha.2016.07.018.

21. Mansour, M.A., Nagi, M.N., El-Khatib, A.S., and Al-Bekairi, A.M. (2002) Effects of thymoquinone on antioxidant enzyme activities, lipid peroxidation and DT-diaphorase in different tissues of mice: a possible mechanism of action, Cell. Biochem. Funct., 20, 143–151, doi: 10.1002/cbf.968.

22. Isaev, N.K., Genrikhs, E.E., Aleksandrova, O.P., Zelenova, E.A., and Stelmashook, E.V. (2016) Glucose deprivation stimulates Cu2+ toxicity in cultured cerebellar granule neurons and Cu2+-dependent zinc release, Toxicol. Lett., 250–251, 29–34, doi: 10.1016/j.toxlet.2016.04.002.

23. Galli, C., Meucci, O., Scorziello, A., Werge, T.M., Calissano, P., and Schettini, G. (1995) Apoptosis in cerebellar granule cells is blocked by high KCl, forskolin, and IGF-1 through distinct mechanisms of action: the involvement of intracellular calcium and RNA synthesis, J. Neurosci., 15, 1172–1179.

24. Stelmashook, E.V., Genrikhs, E.E., Mukhaleva, E.V., Kapkaeva, M.R., Kondratenko, R.V., Skrebitsky, V.G., and Isaev, N.K. (2019) Neuroprotective effects of methylene blue in vivo and in vitro, Bull. Exp. Biol. Med., 167, 445–455, doi: 10.1007/s10517-019-04548-3.

25. Isaev, N.K., Avilkina, A., Golyshev, S.A., Genrikhs, E.E., Alexandrova, O.P., Kapkaeva, M.R., and Stelmashook, E.V. (2018) N-acetyl-L-cysteine and Mn2+ attenuate Cd2+-induced disturbance of the intracellular free calcium homeostasis in cultured cerebellar granule neurons, Toxicology, 393, 1–8, doi: 10.1016/j.tox.2017.10.017.

26. Ebrahimi, S.S., Oryan, S., Izadpanah, E., and Hassanzadeh, K. (2017) Thymoquinone exerts neuroprotective effect in animal model of Parkinson’s disease, Toxicol. Lett., 276, 108–114, doi: 10.1016/j.toxlet.2017.05.018.

27. Majdalawieh, A.F., Fayyad, M.W., and Nasrallah, G.K. (2017) Anti-cancer properties and mechanisms of action of thymoquinone, the major active ingredient of Nigella sativa, Crit. Rev. Food Sci. Nutr., 57, 3911–3928, doi: 10.1080/10408398.2016.1277971.

28. Ullah, I., Ullah, N., Naseer, M.I., Lee, H.Y., and Kim, M.O. (2012) Neuroprotection with metformin and thymoquinone against ethanol-induced apoptotic neurodegeneration in prenatal rat cortical neurons, BMC Neurosci., 13, 11, doi: 10.1186/1471-2202-13-11.

29. Kanter, M. (2011) Protective effects of thymoquinone on the neuronal injury in frontal cortex after chronic toluene exposure, J. Mol. Histol., 42, 39–46, doi: 10.1007/s10735-010-9305-3.

30. Kanter, M. (2008) Nigella sativa and derived thymoquinone prevents hippocampal neurodegeneration after chronic toluene exposure in rats, Neurochem. Res., 33, 579–588.

31. Farkhondeh, T., Samarghandian, S., Hozeifi, S., and Azimi-Nezhad, M. (2017) Therapeutic effects of thymoquinone for the treatment of central nervous system tumors: a review, Biomed. Pharmacother., 96, 1440–1444, doi: 10.1016/j.biopha.2017.12.013.

32. Ashour, A.E., Ahmed, A.F., Kumar, A., Zoheir, K.M., Aboul-Soud, M.A., Ahmad, S.F., Attia, S.M., Abd-Allah, A.R., Cheryan, V.T. and Rishi, A.K. (2016) Thymoquinone inhibits growth of human medulloblastoma cells by inducing oxidative stress and caspase-dependent apoptosis while suppressing NF-κB signaling and IL-8 expression, Mol. Cell Biochem., 416, 141–155, doi: 10.1007/s11010-016-2703-4.

33. Kolli-Bouhafs, K., Boukhari, A., Abusnina, A., Velot, E., Gies, J.P., Lugnier, C., and Rondé, P. (2012) Thymoquinone reduces migration and invasion of human glioblastoma cells associated with FAK, MMP-2 and MMP-9 down-regulation, Invest. New Drugs, 30, 2121–2131, doi: 10.1007/s10637-011-9777-3.

34. Thangnipon, W., Kingsbury, A., Webb, M., and Balazs, R. (1983) Observations on rat cerebellar cells in vitro: influence of substratum, potassium concentration and relationship between neurones and astrocytes, Brain Res., 313, 177–189, doi: 10.1016/0165-3806(83)90215-8.

35. Costa, L.G., Tagliaferri, S., Roqué, P.J., and Pellacani, C. (2016) Role of glutamate receptors in tetrabrominated diphenyl ether (BDE-47) neurotoxicity in mouse cerebellar granule neurons, Toxicol. Lett., 241, 159–166, doi: 10.1016/j.toxlet.2015.11.026.

36. Robinson, K.M., Janes, M.S., Pehar, M., Monette, J.S., Ross, M.F., Hagen, T.M., Murphy, M.P., and Beckman, J.S. (2006) Selective fluorescent imaging of superoxide in vivo using ethidium-based probes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 15038–15043 doi: 10.1073/pnas.0601945103.

37. Johnson-Cadwell, L.I., Jekabsons, M.B., Wang, A., Polster, B.M., and Nicholls, D.G. (2007) “Mild Uncoupling” does not decrease mitochondrial superoxide levels in cultured cerebellar granule neurons but decreases spare respiratory capacity and increases toxicity to glutamate and oxidative stress, J. Neurochem., 101, 1619–1631.

38. Zhang, M., Du, H., Huang, Z., Zhang, P., Yue, Y., Wang, W., Liu, W., Zeng, J., Ma, J., Chen, G., Wang, X., and Fan, J. (2018) Thymoquinone induces apoptosis in bladder cancer cell via endoplasmic reticulum stress-dependent mitochondrial pathway, Chem. Biol. Interact., 292, 65–75, doi: 10.1016/j.cbi.2018.06.013.

39. Gökce, E.C., Kahveci, R., Gökce, A., Cemil, B., Aksoy, N., Sargon, M.F., Kisa, Ü., Erdoğan, B., Güvenç, Y., Alagöz, F., and Kahveci, O. (2016) Neuroprotective effects of thymoquinone against spinal cord ischemia-reperfusion injury by attenuation of inflammation, oxidative stress and apoptosis, J. Neurosurg. Spin., 24, 49–59, doi: 10.3171/2015.10.SPINE15612.

40. Stelmashook, E.V., Genrikhs, E.E., Kapkaeva, M.R., Zelenova, E.A., and Isaev, N.K. (2017) N-acetyl-L-cysteine in the presence of Cu2+ induces oxidative stress and death of granule neurons in dissociated cultures of rat cerebellum, Biochemistry (Moscow), 82, 1176–1182, doi: 10.1134/S0006297917100108.