БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 2, с. 225–238

УДК 577.151.4

Каталитически компетентные конформации активного центра 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы человека*

© 2020 А.В. Попов 1**, А.В. Юдкина 1,2, Ю.Н. Воробьев 1, Д.О. Жарков 1,2**

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, 630090 Новосибирск, Россия; электронная почта: apopov@niboch.nsc.ru, dzharkov@niboch.nsc.ru

Новосибирский государственный университет, 630090 Новосибирск, Россия

Поступила в редакцию 15.04.2019
После доработки 09.11.2019
Принята к публикации 09.11.2019

DOI: 10.31857/S0320972520020062

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: повреждение ДНК, репарация ДНК, 8-оксогуанин-ДНК-N-гликозилаза, субстратная специфичность.

Аннотация

Фермент 8-оксогуанин-ДНК-N-гликозилаза (OGG1) в эукариотических клетках отвечает за удаление из ДНК 8-оксогуанина (oxoG) – одного из самых часто встречающихся окисленных азотистых оснований. Фермент последовательно катализирует гидролиз N-гликозидной связи (ДНК-гликозилазная активность) и разрыв цепи ДНК с 3′-стороны от повреждения по механизму β-элиминирования (лиазная активность). Также фермент проявляет лиазную активность в отношении субстратов, содержащих апурин-апиримидиновые (AP-) сайты – остатки дезоксирибозы без азотистого основания. Фермент OGG1 высокоспецифичен к основанию напротив повреждения: он удаляет oxoG и расщепляет AP-сайты напротив C, но не напротив A. Активность фермента также заметно снижается при аминокислотных заменах, стерически препятствующих связыванию oxoG, вывернутого из спирали ДНК в активный центр фермента. Ранее молекулярно-динамическими методами была исследована конформационная динамика таких мутантных вариантов белка OGG1 человека в комплексе с субстратной ДНК, содержащей пару oxoG:C, и выдвинуто предположение, что активность фермента зависит от заселенности определенных популяций конформеров каталитических остатков Lys249 и Asp268. В настоящей работе проведено молекулярно-динамическое исследование белка OGG1 человека в комплексе с ДНК, содержащей пару oxoG:A, и мутантных вариантов белка OGG1 в комплексе с ДНК, содержащей пару AP:C. Показано, что низкая активность фермента сопровождается снижением заселенности популяций с остатками Lys249 и Asp268, расположенными оптимально для катализа. Для мутантных вариантов белка OGG1 экспериментально измерены константы скорости отдельных стадий реакции и показано, что их относительные значения согласуются с результатами моделирования. Таким образом, заселенность популяций каталитически компетентных конформеров остатков Lys249 и Asp268 в активном центре фермента служит решающим фактором активности фермента OGG1.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio. msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM19-116, 06.01.2020.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Исследование поддержано грантом Российского научного фонда № 18-74-00052 (моделирование, ферментативная кинетика) и частично проектами базового бюджетного финансирования ПФНИ ГАН 2013–2020 № АААА-А17-117020210023-1 (синтез олигонуклеотидов, выделение части белков) и Минобрнауки России (проект 6.5773.2017/ВУ, анализ данных).

Благодарности

Расчеты выполняли на суперкомпьютерном кластере НКС-30Т Сибирского суперкомпьютерного центра СО РАН.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей и использованием животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Von Sonntag, C. (2006) Free-radical-induced DNA damage and its repair: a chemical perspective, Springer, Berlin–Heidelberg.

2. Halliwell, B., and Gutteridge, J.M.C. (2007) Free radicals in biology and medicine, 4th ed., Oxford University Press, Oxford.

3. Friedberg, E.C., Walker, G.C., Siede, W., Wood, R.D., Schultz, R.A., and Ellenberger, T. (2006) DNA repair and mutagenesis, ASM Press, Washington, D.C.

4. Culp, S.J., Cho, B.P., Kadlubar, F.F., and Evans, F.E. (1989) Structural and conformational analyses of 8-hydroxy-2′-deoxyguanosine, Chem. Res. Toxicol., 2, 416–422, doi: 10.1021/tx00012a010.

5. Kouchakdjian, M., Bodepudi, V., Shibutani, S., Eisenberg, M., Johnson, F., Grollman, A.P., and Patel, D.J. (1991) NMR structural studies of the ionizing radiation adduct 7-hydro-8-oxodeoxyguanosine (8-oxo-7H-dG) opposite deoxyadenosine in a DNA duplex. 8-Oxo-7H-dG(syn)• dA(anti) alignment at lesion site, Biochemistry, 30, 1403–1412, doi: 10.1021/bi00219a034.

6. McAuley-Hecht, K.E., Leonard, G.A., Gibson, N.J., Thomson, J.B., Watson, W.P., Hunter, W.N., and Brown, T. (1994) Crystal structure of a DNA duplex containing 8-hydroxydeoxyguanine-adenine base pairs, Biochemistry, 33, 10266–10270, doi: 10.1021/bi00200a006.

7. Lipscomb, L.A., Peek, M.E., Morningstar, M.L., Verghis, S.M., Miller, E.M., Rich, A., Essigmann, J.M., and Williams, L.D. (1995) X-Ray structure of a DNA decamer containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 719–723, doi: 10.1073/pnas.92.3.719.

8. Shibutani, S., Takeshita, M., and Grollman, A.P. (1991) Insertion of specific bases during DNA synthesis past the oxidation-damaged base 8-oxodG, Nature, 349, 431–434, doi: 10.1038/349431a0.

9. Grollman, A.P., and Moriya, M. (1993) Mutagenesis by 8-oxoguanine: an enemy within, Trends Genet., 9, 246–249, doi: 10.1016/0168-9525(93)90089-Z.

10. ESCODD (European Standards Committee on Oxidative DNA Damage), Gedik, C.M., and Collins, A. (2005) Establishing the background level of base oxidation in human lymphocyte DNA: results of an interlaboratory validation study, FASEB J., 19, 82–84, doi: 10.1096/fj.04-1767fje.

11. Atamna, H., Cheung, I., and Ames, B.N. (2000) A method for detecting abasic sites in living cells: age-dependent changes in base excision repair, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 686–691, doi: 10.1073/pnas.97.2.686.

12. Auffret van der Kemp, P., Thomas, D., Barbey, R., de Oliveira, R., and Boiteux, S. (1996) Cloning and expression in Escherichia coli of the OGG1 gene of Saccharomyces cerevisiae, which codes for a DNA glycosylase that excises 7,8-dihydro-8-oxoguanine and 2,6-diamino-4-hydroxy-5-N-methylformamidopyrimidine, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 5197–5202, doi: 10.1073/pnas.93.11.5197.

13. Rosenquist, T.A., Zharkov, D.O., and Grollman, A.P. (1997) Cloning and characterization of a mammalian 8-oxoguanine DNA glycosylase, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 7429–7434, doi: 10.1073/pnas.94.14.7429.

14. Radicella, J.P., Dherin, C., Desmaze, C., Fox, M.S., and Boiteux, S. (1997) Cloning and characterization of hOGG1, a human homolog of the OGG1 gene of Saccharomyces cerevisiae, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 8010–8015, doi: 10.1073/pnas.94.15.8010.

15. Roldan-Arjona, T., Wei, Y.-F., Carter, K.C., Klungland, A., Anselmino, C., Wang, R.-P., Augustus, M., and Lindahl, T. (1997) Molecular cloning and functional expression of a human cDNA encoding the antimutator enzyme 8-hydroxy-guanine-DNA glycosylase, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 8016–8020, doi: 10.1073/pnas.94.15.8016.

16. Tchou, J., Kasai, H., Shibutani, S., Chung, M.-H., Laval, J., Grollman, A.P., and Nishimura, S. (1991) 8-oxoguanine (8-hydroxyguanine) DNA glycosylase and its substrate specificity, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 4690–4694, doi: 10.1073/pnas.88.11.4690.

17. Boiteux, S., Gajewski, E., Laval, J., and Dizdaroglu, M. (1992) Substrate specificity of the Escherichia coli Fpg protein (formamidopyrimidine-DNA glycosylase): excision of purine lesions in DNA produced by ionizing radiation or photosensitization, Biochemistry, 31, 106–110, doi: 10.1021/bi00116a016.

18. Nash, H.M., Lu, R., Lane, W.S., and Verdine, G.L. (1997) The critical active-site amine of the human 8-oxoguanine DNA glycosylase, hOgg1: direct identification, ablation and chemical reconstitution, Chem. Biol., 4, 693–702, doi: 10.1016/S1074-5521(97)90225-8.

19. Zharkov, D.O., Rosenquist, T.A., Gerchman, S.E., and Grollman, A.P. (2000) Substrate specificity and reaction mechanism of murine 8-oxoguanine-DNA glycosylase, J. Biol. Chem., 275, 28607–28617, doi: 10.1074/jbc.M002441200.

20. Bruner, S.D., Norman, D.P.G., and Verdine, G.L. (2000) Structural basis for recognition and repair of the endogenous mutagen 8-oxoguanine in DNA, Nature, 403, 859–866, doi: 10.1038/35002510.

21. Norman, D.P.G., Chung, S.J., and Verdine, G.L. (2003) Structural and biochemical exploration of a critical amino acid in human 8-oxoguanine glycosylase, Biochemistry, 42, 1564–1572, doi: 10.1021/bi026823d.

22. Norman, D.P.G., Bruner, S.D., and Verdine, G.L. (2001) Coupling of substrate recognition and catalysis by a human base-excision DNA repair protein, J. Am. Chem. Soc., 123, 359–360, doi: 10.1021/ja003144m.

23. Bjoras, M., Seeberg, E., Luna, L., Pearl, L.H., and Barrett, T.E. (2002) Reciprocal “flipping” underlies substrate recognition and catalytic activation by the human 8-oxo-guanine DNA glycosylase, J. Mol. Biol., 317, 171–177, doi: 10.1006/jmbi.2002.5400.

24. Fromme, J.C., Bruner, S.D., Yang, W., Karplus, M., and Verdine, G.L. (2003) Product-assisted catalysis in base-excision DNA repair, Nat. Struct. Biol., 10, 204–211, doi: 10.1038/nsb902.

25. Chung, S.J., and Verdine, G.L. (2004) Structures of end products resulting from lesion processing by a DNA glycosylase/lyase, Chem. Biol., 11, 1643–1649, doi: 10.1016/j.chembiol.2004.09.014.

26. Banerjee, A., Yang, W., Karplus, M., and Verdine, G.L. (2005) Structure of a repair enzyme interrogating undamaged DNA elucidates recognition of damaged DNA, Nature, 434, 612–618, doi: 10.1038/nature03458.

27. Banerjee, A., and Verdine, G.L. (2006) A nucleobase lesion remodels the interaction of its normal neighbor in a DNA glycosylase complex, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 103, 15020–15025, doi: 10.1073/pnas.0603644103.

28. Radom, C.T., Banerjee, A., and Verdine, G.L. (2007) Structural characterization of human 8-oxoguanine DNA glycosylase variants bearing active site mutations, J. Biol. Chem., 282, 9182–9194, doi: 10.1074/jbc.M608989200.

29. Lee, S., Radom, C.T., and Verdine, G.L. (2008) Trapping and structural elucidation of a very advanced intermediate in the lesion-extrusion pathway of hOGG1, J. Am. Chem. Soc., 130, 7784–7785, doi: 10.1021/ja800821t.

30. Crenshaw, C.M., Nam, K., Oo, K., Kutchukian, P.S., Bowman, B.R., Karplus, M., and Verdine, G.L. (2012) Enforced presentation of an extrahelical guanine to the lesion recognition pocket of human 8-oxoguanine glycosylase, hOGG1, J. Biol. Chem., 287, 24916–24928, doi: 10.1074/jbc.M111.316497.

31. Li, H., Endutkin, A.V., Bergonzo, C., Fu, L., Grollman, A.P., Zharkov, D.O., and Simmerling, C. (2017) DNA deformation-coupled recognition of 8-oxoguanine: conformational kinetic gating in human DNA glycosylase, J. Am. Chem. Soc., 139, 2682–2692, doi: 10.1021/jacs.6b11433.

32. Lukina, M.V., Popov, A.V., Koval, V.V., Vorobjev, Y.N., Fedorova, O.S., and Zharkov, D.O. (2013) DNA damage processing by human 8-oxoguanine-DNA glycosylase mutants with the occluded active site, J. Biol. Chem., 288, 28936–28947, doi: 10.1074/jbc.M113.487322.

33. Kabsch, W. (1976) A solution for the best rotation to relate two sets of vectors, Acta Crystallogr. A, 32, 922–923, doi: 10.1107/S0567739476001873.

34. Попов А.В., Воробьев Ю.Н. (2010) Программа GUI-BioPASED для моделирования молекулярной динамики биополимеров с графическим пользовательским интерфейсом, Молекулярная биология, 44, 735–742, doi: 10.1134/S0026893310040217.

35. Case, D.A., Darden, T.A., Cheatham, T.E., III, Simmerling, C.L., Wang, J., Duke, R.E., Luo, R., Walker, R.C., Zhang, W., Merz, K.M. et al. (2012) AMBER 12, University of California, San Francisco.

36. Perlow-Poehnelt, R.A., Zharkov, D.O., Grollman, A.P., and Broyde, S. (2004) Substrate discrimination by formamidopyrimidine-DNA glycosylase: distinguishing interactions within the active site, Biochemistry, 43, 16092–16105, doi: 10.1021/bi048747f.

37. Vorobjev, Y.N. (2011) Advances in implicit models of water solvent to compute conformational free energy and molecular dynamics of proteins at constant pH, Adv. Protein Chem. Struct. Biol., 85, 281–322, doi: 10.1016/B978-0-12-386485-7.00008-9.

38. Manning, G.S. (1978) The molecular theory of polyelectrolyte solutions with applications to the electrostatic properties of polynucleotides, Q. Rev. Biophys., 11, 179–246, doi: 10.1017/s0033583500002031.

39. Ravishanker, G., Auffinger, P., Langley, D.R., Jayaram, B., Young, M.A., and Beveridge, D.L. (1997) Treatment of counterions in computer simulations of DNA, Rev. Comput. Chem., 11, 317–372, doi: 10.1002/9780470125885.ch6.

40. Popov, A.V., Vorobjev, Y.N., and Zharkov, D.O. (2013) MDTRA: a molecular dynamics trajectory analyzer with a graphical user interface, J. Comput. Chem., 34, 319–325, doi: 10.1002/jcc.23135.

41. Humphrey, W., Dalke, A., and Schulten, K. (1996) VMD: visual molecular dynamics, J. Mol. Graph., 14, 33–38, doi: 10.1016/0263-7855(96)00018-5.

42. Sayle, R.A., and Milner-White, E.J. (1995) RASMOL: biomolecular graphics for all, Trends Biochem. Sci., 20, 374–376, doi: 10.1016/S0968-0004(00)89080-5.

43. Yang, W., Bitetti-Putzer, R., and Karplus, M. (2004) Free energy simulations: use of reverse cumulative averaging to determine the equilibrated region and the time required for convergence, J. Chem. Phys., 120, 2618–2628, doi: 10.1063/1.1638996.

44. Letunic, I., and Bork, P. (2016) Interactive tree of life (iTOL) v3: an online tool for the display and annotation of phylogenetic and other trees, Nucleic Acids Res., 44, W242–W245, doi: 10.1093/nar/gkw290.

45. Sambrook, J., and Russell, D.W. (2001) Molecular cloning: a laboratory manual, 3rd ed., Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor.

46. Sidorenko, V.S., Nevinsky, G.A., and Zharkov, D.O. (2007) Mechanism of interaction between human 8-oxoguanine-DNA glycosylase and AP endonuclease, DNA Repair, 6, 317–328, doi: 10.1016/j.dnarep.2006.10.022.

47. Sidorenko, V.S., Mechetin, G.V., Nevinsky, G.A., and Zharkov, D.O. (2008) Ionic strength and magnesium affect the specificity of Escherichia coli and human 8-oxoguanine-DNA glycosylases, FEBS J., 275, 3747–3760, doi: 10.1111/j.1742-4658.2008.06521.x.

48. Anderson, P.C., and Daggett, V. (2009) The R46Q, R131Q and R154H polymorphs of human DNA glycosylase/β-lyase hOgg1 severely distort the active site and DNA recognition site but do not cause unfolding, J. Am. Chem. Soc., 131, 9506–9515, doi: 10.1021/ja809726e.

49. Sowlati-Hashjin, S., and Wetmore, S.D. (2018) Structural insight into the discrimination between 8-oxoguanine glycosidic conformers by DNA repair enzymes: a molecular dynamics study of human oxoguanine glycosylase 1 and formamidopyrimidine-DNA glycosylase, Biochemistry, 57, 1144–1154, doi: 10.1021/acs.biochem.7b01292.

50. Bjoras, M., Luna, L., Johnsen, B., Hoff, E., Haug, T., Rognes, T., and Seeberg, E. (1997) Opposite base-dependent reactions of a human base excision repair enzyme on DNA containing 7,8-dihydro-8-oxoguanine and abasic sites, EMBO J., 16, 6314–6322, doi: 10.1093/emboj/16.20.6314.

51. Kuznetsov, N.A., Koval, V.V., Zharkov, D.O., Nevinsky, G.A., Douglas, K.T., and Fedorova, O.S. (2005) Kinetics of substrate recognition and cleavage by human 8-oxoguanine-DNA glycosylase, Nucleic Acids Res., 33, 3919–3931, doi: 10.1093/nar/gki694.

52. Zharkov, D.O., Golan, G., Gilboa, R., Fernandes, A.S., Gerchman, S.E., Kycia, J.H., Rieger, R.A., Grollman, A.P., and Shoham, G. (2002) Structural analysis of an Escherichia coli endonuclease VIII covalent reaction intermediate, EMBO J., 21, 789–800, doi: 10.1093/emboj/21.4.789.

53. Li, H., Endutkin, A.V., Bergonzo, C., Campbell, A.J., de los Santos, C., Grollman, A., Zharkov, D.O., and Simmerling, C. (2016) A dynamic checkpoint in oxidative lesion discrimination by formamidopyrimidine–DNA glycosylase, Nucleic Acids Res., 44, 683–694, doi: 10.1093/nar/gkv1092.

54. Sowlati-Hashjin, S., and Wetmore, S.D. (2014) Computational investigation of glycosylase and β-lyase activity facilitated by proline: applications to FPG and comparisons to hOgg1, J. Phys. Chem. B, 118, 14566–14577, doi: 10.1021/jp507783d.

55. Popov, A.V., Endutkin, A.V., Vorobjev, Y.N., and Zharkov, D.O. (2017) Molecular dynamics simulation of the opposite-base preference and interactions in the active site of formamidopyrimidine-DNA glycosylase, BMC Struct. Biol., 17, 5, doi: 10.1186/s12900-017-0075-y.