БИОХИМИЯ, 2020, том 85, вып. 1, с. 93–103

УДК 577.112

Шаперонная и иммуноглобулинсвязывающая активности Skp из Yersinia pseudotuberculosis*

© 2020 Е.В. Сидорин **, В.А. Хоменко, Н.Ю. Ким, Т.Ф. Соловьева

Тихоокеанский институт биоорганической химии им. Г.Б. Елякова ДВО РАН, 690022 Владивосток, Россия; электронная почта: sev1972@mail.ru

Поступила в редакцию 20.05.2019
После доработки 20.08.2019
Принята к публикации 10.09.2019

DOI: 10.31857/S0320972520010078

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: шаперон Skp, Yersinia pseudotuberculosis, иммуноглобулин G человека, Fc- и Fab-фрагменты IgG, белок-белковые взаимодействия, динамическое рассеяние света, поверхностный плазмонный резонанс.

Аннотация

Данная работа посвящена изучению шаперонной и иммуноглобулинсвязывающей активностей рекомбинантного белка Skp (rSkp) из Yersinia pseudotuberculosis с помощью методов динамического рассеяния света и поверхностного плазмонного резонанса. В качестве белков-субстратов использовали коммерческие образцы поликлонального IgG человека, а также Fc- и Fab-фрагменты IgG человека. Было показано, что активность rSkp сильно зависит от рН среды. Наиболее устойчивые низкомолекулярные комплексы с гидродинамическим радиусом до 10 нм шаперон образует с белками-субстратами при кислом значении рН буферного раствора. В этих условиях rSkp Y. pseudotuberculosis показывает наибольшую устойчивость к самоассоциации, максимальную аффинность связывания с IgG человека и его Fc- и Fab-фрагментами и наиболее эффективно препятствует их агрегации, т.е. демонстрирует максимальную шаперонную активность. По мере увеличения рН среды сила взаимодействия rSkp с IgG и его фрагментами снижается, шаперон не может полностью предотвратить агрегацию белковых субстратов, но значительно замедляет этот процесс. Полученная информация может представлять практический интерес, поскольку стабильность терапевтических препаратов IgG является важной проблемой безопасности и эффективности их применения в медицине.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM19-150, 02.12.2019.

** Адресат для корреспонденции.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или использованием животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Holck, A., Lossius, I., Aasland, R., Haarr, L., and Kleppe, K. (1987) DNA- and RNA-binding proteins of chromatin from Escherichia coli, Biochim. Biophys. Acta, 908, 188–199, doi: 10.1016/0167-4781(87)90058-3.

2. Holck, A., and Kleppe, K. (1988) Cloning and sequencing of the gene for the DNA-binding 17K protein of Escherichia coli, Gene, 67, 117–124, doi: 10.1016/0378-1119(88)90014-5.

3. Koski, P., Rhen, M., Kantele, J., and Vaara, M. (1989) Isolation, cloning, and primary structure of a cationic 16-kDa outer membrane protein of Salmonella typhimurium, J. Biol. Chem., 264, 18973–18980.

4. Koski, P., Hirvas, L., and Vaara, M. (1990) Complete sequence of the ompH gene encoding the 16-kDa cationic outer membrane protein of Salmonella typhimurium, Gene, 88, 117–120, doi: 10.1016/0378-1119(90)90068-3.

5. De Cock, Y., Schafer, U., Potgeter, M., Demel, R., Muller, M., and Tommassen, J. (1999) Affinity of the periplasmic chaperone Skp of Escherichia coli for phospholipids, lipopolysacharides and nonnative outer membrane proteins. Role of Skp in the biogenesis of outer membrane protein, Eur. J. Biochem., 259, 96–103, doi: 10.1046/j.1432-1327.1999.00010.x.

6. Harms, N., Koningstein, G., Dontje, W., Muller, M., Oudega, B., Luirink, J., and de Cock, H. (2001) The early interaction of the outer membrane protein PhoE with the periplasmic chaperone Skp occurs at cytoplasmic membrane, J. Biol. Chem., 276, 18804–18811, doi: 10.1074/jbc.M011194200.

7. Соловьева Т.Ф., Новикова О.Д., Портнягина О.Ю. (2012) Биогенез β-баррельных интегральных белков наружной мембраны бактерий, Биохимия, 77, 1459–1477.

8. Entzminger, K.C., Chang, C., Myhre, R.O., McCallum, K.C., and Maynard, J.A. (2012) The Skp chaperone helps fold soluble proteins in vitro by inhibiting aggregation, Biochemistry, 51, 4822–4834, doi: 10.1021/bi300412y.

9. Mazor, Y., Van Blarcom, T., Mabry, R., Iverson, B.L., and Georgiou, G. (2007) Isolation of engineered, full-length antibodies from libraries expressed in Escherichia coli, Nat. Biotechnol., 25, 563–565, doi: 10.1038/nbt1296.

10. Levy, R., Weiss, R., Chen, G., Iverson, B.L., and Georgiou, G. (2001) Production of correctly folded Fab antibody fragment in the cytoplasm of Escherichia coli trxB gor mutants via the coexpression of molecular chaperones protein expression and purification, Protein Expr. Purif., 23, 338–347, doi: 10.1006/prep.2001.1520.

11. Sonoda, H., Kumada, Y., Katsuda, T., and Yamaji, H. (2011) Effects of cytoplasmic and periplasmic chaperones on secretory production of single-chain Fv antibody in Escherichia coli, J. Biosci. Bioeng., 111, 465–470, doi: 10.1016/j.jbiosc.2010.12.015.

12. Geyer, R., Galanos, C., Westphal, O., and Golecki, J. (1979) A lipopolysaccharide-binding cell-surface protein from Salmonella minnesota. Isolation, partial characterization and occurrence in different Enterobacteriaceae, Eur. J. Biochem., 98, 27–38, doi: 10.1111/j.1432-1033.1979.tb13156.x.

13. Holck, A., Lossius, I., Aasland, R., and Kleppe, K. (1987) Purification and characterization of the 17 K protein, a DNA-binding protein from Escherichia coli, Biochim. Biophys. Acta, 914, 49–54, doi: 10.1016/0167-4838(87)90160-9.

14. Shrestha, A., Shi, L., Tanase, S., Tsukamoto, M., Nishino, N., Tokita, K., and Yamamoto, T. (2004) Bacterial chaperone protein, Skp, induces leukocyte chemotaxis via C5a receptor, Am. J. Pathol., 164, 763–772, doi: 10.1016/S0002-9440(10)63164-1.

15. Vuorio, R., Hirvas, L., Raybourne, R.B., Yu, D.T.Y., and Vaara, M. (1991) The nucleotide and deduced amino acid sequence of the cationic 19 kDa outer membrane protein OmpH of Yersinia pseudotuberculosis, Biochim. Biophys. Acta, 1129, 124–126, doi: 10.1016/0167-4781(91)90226-C.

16. Lahesmaa, R., Skurnik, M., Vaara, M., Leirisalo-Repo, M., Nissila, M., Granfors, K., and Toivanen, P. (1991) Molecular mimickry between HLA B27 and Yersinia, Salmonella, Shigella and Klebsiella within the same region of HLA α1-helix, Clin. Exp. Immunol., 86, 399–404, doi: 10.1111/j.1365-2249.1991.tb02944.x.

17. Сидорин Е.В., Зиганшин Р.Х., Набережных Г.А., Лихацкая Г.Н., Трифонов Е.В., Анастюк С.Д., Черников О.В., Соловьева Т.Ф. (2009) Белок шаперон Skp из Yersinia pseudotuberculosis обладает способностью связывать иммуноглобулины G, Биохимия, 74, 501–514.

18. Сидорин Е.В., Тищенко Н.М., Хоменко В.А., Исаева М.П., Дмитренок П.С., Ким Н.Ю., Лихацкая Г.Н., Соловьева Т.Ф. (2012) Молекулярное клонирование, выделение и характеристика шаперона Skp из Yersinia pseudotuberculosis, Биохимия, 77, 1571–1583.

19. Сидорин Е.В., Сидорова О.В., Тищенко Н.М., Хоменко В.А., Новикова О.Д., Соловьева Т.Ф. (2015) Шаперонная активность иммуноглобулинсвязывающего белка Yersinia pseudotuberculosis, Биол. мембр., 32, 217–220, doi: 10.7868/S0233475515030081.

20. Bradford, M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem., 72, 248–254, doi: 10.1006/abio.1976.9999.

21. Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680–685, doi: 10.1038/227680a0.

22. Ioannou, J.C., Donald, A.M., and Tromp, R.H. (2015) Characterizing the secondary structure changes occurring in high density systems of BLG dissolved in aqueous pH 3 buffer, Food Hydrocolloids, 46, 216–225, doi: 10.1016/j.foodhyd.2014.12.027.

23. Walton, T.A., and Sousa, M.C. (2004) Crystal structure of Skp, a prefoldin-like chaperone that protects soluble and membrane proteins from aggregation, Mol. Cell, 15, 367–374, doi: 10.1016/j.molcel.2004.07.023.

24. Hawea, A., Kasperb, J.C., Friessb, W., and Jiskoot, W. (2009) Structural properties of monoclonal antibody aggregates induced by freeze–thawing and thermal stress, Eur. J. Pharm. Sci., 38, 79–87, doi: 10.1016/j.ejps.2009.06.001.

25. Arosio, P., Barolo, G., Muller-Spath, T., Wu, H., and Morbidelli, M. (2011) Aggregation stability of a monoclonal antibody during downstream processing, Pharm. Res., 28, 1884–1894, doi: 10.1007/s11095-011-0416-7.

26. Amani, S., Nasim, F., Khan, T.A., Fazili, N.A., Furkan, M., Bhat, I.A., Khan, J.M., Khan, R.H., and Naeem, A. (2014) Detergent induces the formation of IgG aggregates: a multi-methodological approach, Spectrochimica Acta A Mol. Biomol. Spectrosc., 120, 151–160, doi: 10.1016/j.saa.2013.09.141.

27. Esfandiary, R., Parupudi, A., Casas-Finet, J., Gadre, D., and Sathish, H. (2015) Mechanism of reversible self-association of a monoclonal antibody: role of electrostatic and hydrophobic interactions, J. Pharm. Sci., 104, 577–586, doi: 10.1002/jps.24237.

28. Nezlin, R. (2010) Interactions between immunoglobulin G molecules, Immunol. Lett., 132, 1–5, doi: 10.1016/j.imlet.2010.06.006.

29. Joubert, M.K., Luo, Q., Nashed-Samuel, Y., Wypych, J., and Narhi, L.O. (2011) Classification and characterization of therapeutic antibody aggregates, J. Biol. Chem., 286, 25118–25133, doi: 10.1074/jbc.M110.160457.

30. Luo, Q., Joubert, M.K., Stevenson, R., Ketchem, R.R., Narhi, L.O., and Wypych, J. (2011) Chemical modifications in therapeutic protein aggregates generated under different stress conditions, J. Biol. Chem., 286, 25134–25144, doi: 10.1074/jbc.M110.160440.

31. Wang, W. (2005) Protein aggregation and its inhibition in biopharmaceutics, Intern. J. Pharm., 289, 1–30, doi: 10.1016/j.ijpharm.2004.11.014.

32. Arosio, P., Rima, S., and Morbidelli, M. (2013) Aggregation mechanism of an IgG2 and two IgG1 monoclonal antibodies at low pH: from oligomers to larger aggregates, Pharm. Res., 30, 641–654, doi: 10.1007/s11095-012-0885-3.

33. Gil, D., and Schrum, A.G. (2013) Strategies to stabilize compact folding and minimize aggregation of antibody-based fragments, Adv. Biosci. Biotechnol., 4, 73–84, doi: 10.4236/abb.2013.44A011.

34. Roberts, C.J. (2014) Therapeutic protein aggregation: mechanisms, design, and control, Trends Biotechnol., 32, 372–380, doi: 10.1016/j.tibtech.2014.05.005.

35. Poon, S., Rybchyn, M.S., Easterbrook-Smith, S.B., Carver, J.A., Pankhurst, G.J., and Wilson, M.R. (2002) Mildly acidic pH activates the extracellular molecular chaperone clusterin, J. Biol. Chem., 277, 39532–39540, doi: 10.1074/jbc.M204855200.

36. Tapley, T.L., Franzmann, T.M., Chakraborty, S., Jakob, U., and Bardwell, J.C.A. (2010) Protein refolding by pH-triggered chaperone binding and release, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107, 1071–1076, doi: 10.1073/pnas.0911610107.

37. Bose, D., Patra, M., and Chakrabarti, A. (2017) Effect of pH on stability, conformation, and chaperone activity of erythroid & non-erythroid spectrin, Biochim. Biophys. Actа Proteins Proteom., 1865, 694–702, doi: 10.1016/j.bbapap.2017.03.012.

38. Malki, A., Le, H.-T., Milles, S., Kern, R., Caldas, T., Abdallah, J., and Richarme, G. (2008) Solubilization of protein aggregates by the acid stress chaperones HdeA and HdeB, J. Biol. Chem., 283, 13679 –13687, doi: 10.1074/jbc.M800869200.

39. Tapleya, T.L., Korner, J.L., Bargea, M.T., Hupfelda, J., Schauertec, J.A., Gafnic, A., Jakoba, U., and Bardwella, J.C.A. (2009) Structural plasticity of an acid-activated chaperone allows promiscuous substrate binding, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106, 5557–5562, doi: 10.1073/pnas.0811811106.

40. Coleman, L., and Mahler, S.M. (2003) Purification of Fab fragments from a monoclonal antibody papain digest by Gradiflow electrophoresis, Protein Expres. Purif., 32, 246–251, doi: 10.1016/j.pep.2003.07.005.

41. Luo, Y., Lu, Z., Raso, S.W., Entrican, C., and Tangarone, B. (2009) Dimers and multimers of monoclonal IgG1 exhibit higher in vitro binding affinities to Fcγ receptors, mAbs, 1, 491–504.