БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 12, с. 1867–1875

УДК 577.322.9

GPI-модифицируемые белки, нековалентно закрепленные в клеточной стенке дрожжей Saccharomyces cerevisiae

© 2019 В.В. Рекстина 1, А.А. Быкова 1, Р.Х. Зиганшин 2, Т.С. Калебина 1*

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119991 Москва, Россия; электронная почта: kalebina@gmail.com

Институт биоорганической химии им. акад. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, 117997 Москва, Россия

Поступила в редакцию 20.03.2019
После доработки 05.08.2019
Принята к публикации 06.08.2019

DOI: 10.1134/S0320972519120108

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: дрожжи, клеточная стенка, GPI-белки, липид-ассоциированный микрокомпартмент.

Аннотация

GPI-белки клеточной стенки дрожжей лишены липидной части якоря и с помощью остатков маннозы ковалентно присоединены к высокомолекулярным полисахаридам глюкану и/или хитину. Они выполняют множество функций, включая участие в формировании молекулярного ансамбля клеточной стенки и обеспечении устойчивости клетки к стрессовым воздействиям. В данной работе показано, что в клеточной стенке присутствует пул белков, относящихся к группе GPI-модифицируемых, несвязанных ковалентной связью с высокомолекулярными структурными полисахаридами, однако прочно закрепленных в клеточной стенке. Предположено, что эти белки являются промежуточной формой в процессинге GPI-белков клеточной стенки, поскольку уже лишились липидной части GPI-якоря и при экстракции по Фолчу не обнаруживаются во фракции липопротеинов, но еще не встроились в клеточную стенку путем присоединения ковалентной связью к высокомолекулярным полисахаридам, поскольку экстрагируются в воду при нагревании из делипидизированных клеточных стенок. Эта группа белков, о наличии которой ранее известно не было, по-видимому, может присутствовать в клеточной стенке в виде липид-ассоциированных микрокомпартментов. Таковыми являются обнаруженные недавно у дрожжей транспортные везикулы. Нековалентно связанные с высокомолекулярными полисахаридами GPI-модифицируемые белки обнаружены в клеточной стенке как родительского штамма, так и у дрожжей, лишенных глюканозилтрансгликозилазы Bgl2, что свидетельствует о независимом от функций данного белка пути их встраивания в клеточную стенку.

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Данная работа выполнена при финансовой поддержке гранта РФФИ (18-34-00915мол_а).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

В данной работе не было исследований с использованием в качестве объектов людей или животных.

Список литературы

1. Vargas, G., Rocha, J.D., Oliveira, D.L., Albuquerque, P.C., Frases, S., Santos, S.S., Nosanchuk, J.D., Gomes, A.M., Medeiros, L.C., Miranda, K., Sobreira, T.J., Nakayasu, E.S., Arigi, E.A., Casadevall, A., Guimaraes, A.J., Rodrigues, M.L., Freire-de-Lima, C.G., Almeida, I.C., and Nimrichter, L. (2015) Compositional and immunobiological analyses of extracellular vesicles released by Candida albicans, Cell Microbiol., 17, 389–407, doi: 10.1111/cmi.12374.

2. Levin, D.E. (2011) Regulation of cell wall biogenesis in Saccharomyces cerevisiae: the cell wall integrity signaling pathway, Genetics, 189, 1145–1175, doi: 10.1534/genetics.111.128264.

3. Orlean, P. (2012) Architecture and biosynthesis of the Saccharomyces cerevisiae cell wall, Genetics, 192,775–818, doi: 10.1534/genetics.112.144485.

4. Vallejo, J.A., Sánchez-Pérez, A., Martinez, J.P., and Villa, T.G. (2013) Cell aggregations in yeasts and their applications, Appl. Microbiol. Biotechnol., 97, 2305–2318, doi: 10.1007/s00253-013-4735-y.

5. Klis, F.M., Mol, P., Hellingwerf, K., and Brul, S. (2002) Dynamics of cell wall structure in Saccharomyces cerevisiae, FEMS Microbiol. Rev., 26, 239–256, doi: 10.1111/j.1574-6976.2002.tb00613.x.

6. Lesage, G., and Bussey, H. (2006) Cell wall assembly in Saccharomyces cerevisiae, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 70, 317–343, doi: 10.1128/MMBR.00038-05.

7. Chaffin, W.L. (2008) Candida albicans cell wall proteins, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 72, 495–544, doi: 10.1128/MMBR.00032-07.

8. Kalebina, T.S., Farkas, V., Laurinavichiute, D.K., Gorlovoy, P.M., Fominov, G.V., Bartek, P., and Kulaev, I.S. (2003) Deletion of BGL2 results in an increased chitin level in the cell wall of Saccharomyces cerevisiae, Antonie Van Leeuwenhoek, 84, 179–184, doi: 10.1023/A:1026034123673.

9. Kinoshita, T., and Fujita, M. (2016) Biosynthesis of GPI-anchored proteins: special emphasis on GPI lipid remodeling, J. Lipid Res., 57, 6–24, doi: 10.1194/jlr.R063313.

10. Mrsă, V., Seidl, T., Gentzsch, M., and Tanner, W. (1997) Specific labelling of cell wall proteins by biotinylation. Identification of four covalently linked O-mannosylated proteins of Saccharomyces cerevisiae, Yeast, 30, 1145–1154, doi: 10.1002/(SICI)1097-0061(19970930)13:12<1145::AID-YEA163>3.0.CO;2-Y.

11. Loibl, M., and Strahl, S. (2013) Protein O-mannosylation: what we have learned from baker’s yeast, Biochim. Biophys. Acta, 1833, 2438–2446, doi: 10.1016/j.bbamcr.2013.02.008.

12. Ecker, M., Deutzmann, R., Lehle, L., Mrsa, V., and Tanner, W. (2006) Pir proteins of Saccharomyces cerevisiae are attached to beta-1,3-glucan by a new protein-carbohydrate linkage, J. Biol. Chem., 281, 11523–11529, doi: 10.1074/jbc.M600314200.

13. Zhao, H., Shen, Z.M., Kahn, P.C., and Lipke, P.N. (2001) Interaction of alpha-agglutinin and a-agglutinin, Saccharomyces cerevisiae sexual cell adhesion molecules, J. Bacteriol., 183, 2874–2880, doi: 10.1128/JB.183.9.2874-2880.2001.

14. Zhang, M., Liang., Y, Zhang, X., Xu, Y., Dai, H., and Xiao, W. (2008) Deletion of yeast CWP genes enhances cell permeability to genotoxic agents, Toxicol. Sci., 103, 68–76, doi: 10.1093/toxsci/kfn034.

15. Borovikova, D., Teparić, R., Mrša, V., and Rapoport, A. (2016) Anhydrobiosis in yeast: cell wall mannoproteins are important for yeast Saccharomyces cerevisiae resistance to dehydration, Yeast, 33, 347–353, doi: 10.1002/yea.3164.

16. Abe, F. (2007) Induction of DAN/TIR yeast cell wall mannoprotein genes in response to high hydrostatic pressure and low temperature, FEBS Lett., 581, 4993–4998, doi: 10.1016/j.febslet.2007.09.039.

17. Inokuma, K., Bamba, T., Ishii, J., Ito, Y., Hasunuma, T., and Kondo, A. (2016) Enhanced cell-surface display and secretory production of cellulolytic enzymes with Saccharomyces cerevisiae Sed1 signal peptide, Biotechnol. Bioeng., 113, 2358–2366, doi: 10.1002/bit.26008.

18. Umekawa, M., Ujihara, M., Nakai, D., Takematsu, H., and Wakayama, M. (2017) Ecm33 is a novel factor involved in efficient glucose uptake for nutrition-responsive TORC1 signaling in yeast, FEBS Lett., 591, 3721–3729, doi: 10.1002/1873-3468.12882.

19. Martinez-Lopez, R., Monteoliva, L., Diez-Orejas, R., Nombela, C., and Gil, C. (2004) The GPI-anchored protein CaEcm33p is required for cell wall integrity, morphogenesis and virulence in Candida albicans, Microbiology, 150, 3341–3354, doi: 10.1099/mic.0.27320-0.

20. Blanco, N., Reidy, M., Arroyo, J., and Cabib, E. (2012) Crosslinks in the cell wall of budding yeast control morphogenesis at the mother-bud neck, J. Cell. Sci., 125, 5781–5789, doi: 10.1242/jcs.110460.

21. Плотникова Т.А., Селях И.О., Калебина Т.С., Кулаев И.С. (2006) Bgl2p и Gas1p – основные глюкантрансферазы, формирующие молекулярный ансамбль клеточной стенки дрожжей, Докл. Акад. Наук, 409, 828–831.

22. Sabirzyanov, F.A., Sabirzyanova, T.A., Rekstina, V.V., Adzhubei, A.A., and Kalebina, T.S. (2018) C-terminal sequence is involved in the incorporation of Bgl2p glucanosyltransglycosylase in the cell wall of Saccharomyces cerevisiae, FEMS Yeast Res., 18, doi: 10.1093/femsyr/fox093.

23. Kalebina, T.S., Plotnikova, T.A., Gorkovskii, A.A., Selyakh, I.O., Galzitskaya, O.V., Bezsonov, E.E., et al. (2008) Amyloid-like properties of Saccharomyces cerevisiae cell wall glucantransferase Bgl2p: prediction and experimental evidences, Prion, 2, 91–96, doi: 10.4161/pri.2.2.6645.

24. Bezsonov, E.E., Groenning, M., Galzitskaya, O.V., Gorkovskii, A.A., Semisotnov, G.V., Selyakh, I.O., et al. (2013) Amyloidogenic peptides of yeast cell wall glucantransferase Bgl2p as a model for the investigation of its pH-dependent fibril formation, Prion, 7, 175–184, doi: 10.4161/pri.22992.

25. Folch, J., Lees, M., and Sloane Stanley, G.H. (1957) A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues, J. Biol. Chem., 226, 497–509.

26. Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage, Nature, 227, 680–685, doi: 10.1038/227680a0.

27. Mruk, D.D., and Cheng, C.Y. (2011) Enhanced chemiluminescence (ECL) for routine immunoblotting, Spermatogenesis, 1,121–122, doi: 10.4161/spmg.1.2.16606.

28. Kulak, N.A., Pichler, G., Paron, I., Nagaraj, N., and Mann, M. (2014) Minimal, encapsulated proteomic-sample processing applied to copy-number estimation in eukaryotic cells, Nat. Methods, 3, 319–324, doi: 10.1038/nmeth.2834.

29. Ryzhova, T.A., Sopova, J.V., Zadorsky, S.P., Siniukova, V.A., Sergeeva, A.V., Galkina, S.A., Nizhnikov, A.A., Shenfeld, A.A., Volkov, K.V., and Galkin, A.P. (2018) Screening for amyloid proteins in the yeast proteome, Curr. Genet., 64, 469–478, doi: 10.1007/s00294-017-0759-7.

30. Kock, C., Arlt, H., Ungermann, C., and Heinisch, J.J. (2016) Yeast cell wall integrity sensors form specific plasma membrane microdomains important for signaling, Cell. Microbiol., 18, 1251–1267, doi: 10.1111/cmi.12635.

31. Koch, M.R., and Pillus, L. (2009) The glucanosyltransferase Gas1 functions in transcriptional silencing, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106, 11224–11229, doi: 10.1073/pnas.0900809106.

32. Gil-Bona, A., Lama-Palacios, A., Parra, C.M., Vivanco, F., Nombela, C., Monteoliva, L., and Gil, C. (2015) Proteomics unravels extracellular vesicles as carriers of classical cytoplasmic proteins in Candida albicans, J. Proteome Res., 14, 142–153, doi: 10.1021/pr5007944.

33. Tsiomenko, A.B., Plekhanov, P.G., Tuymetova, G.P., and Kononova, S.V. (1997) Secretory heat-shock protein of the thermotolerant yeast Hansenula polymorpha. Identification and comparative characteristics, Biochemistry (Moscow), 62, 123–128.

34. Tsiomenko, A.B., Ratner, E.N., Tuimetova, G.P., and Kulaev, I.S. (2000) Localization of the secretory heat-shock protein gp280 in the cell envelope of thermotolerant yeast Hansenula polymorpha, Dokl. Biol. Sci., 372, 325–328.

35. Basu, A., Chaudhuri, P., Malakar, D., and Ghosh, A.K. (2007) Co-purification of glucanase with acid trehalase-invertase aggregate in Saccharomyces cerevisiae, Biotechnol. Lett., 30, 299–304, doi: 10.1007/s10529-007-9535-y.