БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 10, с. 1421–1436

УДК 577.24

Протонофорное и фотодинамическое действие конъюгата флуоресцеина с децил(трифенил)фосфонием на электрическую активность нейронов прудовика *

© 2019 Л.Б. Попова, А.Л. Камышева, Т.И. Рокицкая, Г.А. Коршунова, Р.С. Кирсанов, Е.А. Котова, Ю.Н. Антоненко **

НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия; электронная почта: antonen@genebee.msu.ru

Поступила в редакцию 18.02.2019
После доработки 06.06.2019
Принята к публикации 17.06.2019

DOI: 10.1134/S0320972519100051

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: нейрон, мембранный потенциал, потенциал действия, разобщитель, протонофор, митохондрии.

Аннотация

Разобщители окислительного фосфорилирования в митохондриях, сыгравшие ключевую роль в раскрытии основ биоэнергетики клетки, в последнее время вызывают значительный интерес как перспективные соединения для создания медицинских препаратов, обладающие, в частности, нейропротекторными свойствами. В настоящей работе изучено действие митофлуоресцеина (mitoFluo), нового протонофорного разобщителя на основе флуоресцеина, представляющего собой конъюгат флуоресцеина с децил(трифенил)фосфонием, на электрическую активность нейронов моллюска Lymnaea stagnalis. Показано, что mitoFluo деполяризует нейроны и модифицирует спайковую активность, вызывая расширение спайков, снижение их амплитуды и увеличение частоты. Длительное воздействие высоких (десятки микромолей) концентраций mitoFluo приводит к полному подавлению электрической активности нейронов. Качественно влияние mitoFluo на активность нейронов подобно соответствующим эффектам классического митохондриального разобщителя карбонилцианид-м-хлорфенилгидразона, но обнаруживается при гораздо более длительном воздействии и больших концентрациях. Отличительной особенностью mitoFluo является его фотоиндуцированное действие на электрическую активность нейронов. Наблюдаемые при освещении в присутствии mitoFluo изменения параметров активности нейронов близки к светоиндуцированным эффектам известного фотосенсибилизатора бенгальского розового, но менее выражены. Предполагается, что действие mitoFluo на электрическую активность нейронов, как митохондриального разобщителя и как фотосенсибилизатора, опосредовано изменениями концентрации ионов кальция в цитоплазме.

Сноски

* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM19-041, 19.08.2019.

** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант 16-14-10025).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Данная статья не содержит каких-либо исследований, касающихся использования людей или позвоночных животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Korde, A.S., Pettigrew, L.C., Craddock, S.D., and Maragos, W.F. (2005) The mitochondrial uncoupler 2,4-dinitrophenol attenuates tissue damage and improves mitochondrial homeostasis following transient focal cerebral ischemia, J. Neurochem., 94, 1676–1684, doi: 10.1111/j.1471-4159.2005.03328.x.

2. Silachev, D.N., Khailova, L.S., Babenko, V.A., Gulyaev, M.V., Kovalchuk, S.I., Zorova, L.D., Plotnikov, E.Y., Antonenko, Y.N., and Zorov, D.B. (2014) Neuroprotective effect of glutamate-substituted analog of gramicidin A is mediated by the uncoupling of mitochondria, Biochim. Biophys. Acta, 1840, 3434–3442, doi: 10.1016/j.bbagen.2014.09.002.

3. Khailova, L.S., Silachev, D.N., Rokitskaya, T.I., Avetisyan, A.V., Lyamzaev, K.G., Severina, I.I., Il’yasova, T.M., Gulyaev, M.V., Dedukhova, V.I., Trendeleva, T.A., Plotnikov, E.Y., Zvyagilskaya, R.A., Chernyak, B.V., Zorov, D.B., Antonenko, Y.N., and Skulachev, V.P. (2014) A short-chain alkyl derivative of Rhodamine 19 acts as a mild uncoupler of mitochondria and a neuroprotector, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1739–1747, doi: 10.1016/j.bbabio.2014.07.006.

4. Antonenko, Y.N., Denisov, S.S., Silachev, D.N., Khailova, L.S., Jankauskas, S.S., Rokitskaya, T.I., Danilina, T.I., Kotova, E.A., Korshunova, G.A., Plotnikov, E.Y., and Zorov, D.B. (2016) A long-linker conjugate of fluorescein and triphenylphosphonium as mitochondria-targeted uncoupler and fluorescent neuro- and nephroprotector, Biochim. Biophys. Acta, 1860, 2463–2473, doi: 10.1016/j.bbagen.2016.07.014.

5. Boveris, A. (1977) Mitochondrial production of superoxide radical and hydrogen peroxide, Adv. Exp. Med. Biol., 78, 67–82.

6. Korshunov, S.S., Skulachev, V.P., and Starkov, A.A. (1997) High protonic potential actuates a mechanism of production of reactive oxygen species in mitochondria, FEBS Lett., 416, 15–18.

7. Liu, S.S. (1997) Generating, partitioning, targeting and functioning of superoxide in mitochondria, Biosci. Rep., 17, 259–272.

8. McLaughlin, S.G., and Dilger, J.P. (1980) Transport of protons across membranes by weak acids, Physiol. Rev., 60, 825–863, doi: 10.1152/physrev.1980.60.3.825.

9. Liberman, E.A., Topaly, V.P., Tsofina, L.M., Jasaitis, A.A., and Skulachev, V.P. (1969) Mechanism of coupling of oxidative phosphorylation and the membrane potential of mitochondria, Nature, 222, 1076–1078.

10. Terada, H. (1990) Uncouplers of oxidative phosphorylation, Environ. Health Perspect., 87, 213–218, doi: 10.1289/ehp.9087213.

11. Shchepinova, M.M., Denisov, S.S., Kotova, E.A., Khailova, L.S., Knorre, D.A., Korshunova, G.A., Tashlitsky, V.N., Severin, F.F., and Antonenko, Y.N. (2014) Dodecyl and octyl esters of fluorescein as protonophores and uncouplers of oxidative phosphorylation in mitochondria at submicromolar concentrations, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 149-158, doi: 10.1016/j.bbabio.2013.09.011.

12. Denisov, S.S., Kotova, E.A., Plotnikov, E.Y., Tikhonov, A.A., Zorov, D.B., Korshunova, G.A., and Antonenko, Y.N. (2014) A mitochondria-targeted protonophoric uncoupler derived from fluorescein, Chem. Commun., 50, 15366–15369, doi: 10.1039/c4cc04996a.

13. Popova, L.B., Nosikova, E.S., Kotova, E.A., Tarasova, E.O., Nazarov, P.A., Khailova, L.S., Balezina, O.P., and Antonenko, Y.N. (2018) Protonophoric action of triclosan causes calcium efflux from mitochondria, plasma membrane depolarization and bursts of miniature end-plate potentials, Biochim. Biophys. Acta, 1860, 1000–1007, doi: 10.1016/j.bbamem.2018.01.008.

14. Doebler, J. A. (2000) Effects of protonophores on membrane electrical characteristics in NG108-15 cells, Neurochem. Res., 25, 263–268.

15. Tretter, L., Chinopoulos, C., and Adam-Vizi, V. (1998) Plasma membrane depolarization and disturbed Na+ homeostasis induced by the protonophore carbonyl cyanide-p-trifluoromethoxyphenyl-hydrazon in isolated nerve terminals, Mol. Pharmacol., 53, 734–741.

16. Benjamin, P.R., and Rose, R.M. (1979) Central generation of bursting in the feeding system of the snail Lymnaeu stagnalis, J. Exp. Biol., 80, 93–118.

17. McCrohan, C.R., and Benjamin, P.R. (1980) Patterns of activity and axonal projections of the cerebral giant cells of the snail Lymnaea stagnalis, J. Exp. Biol., 85, 149–168.

18. Johnson, D., and Lardy, H. (1967) Isolation of liver or kidney mitochondria, Methods Enzymol., 10, 94–96.

19. Mueller, P., Rudin, D.O., Tien, H.T., and Wescott, W.C. (1963) Methods for the formation of single bimolecular lipid membranes in aqueous solution, J. Phys. Chem., 67, 534–535.

20. Zhao, Z., Gordan, R., Wen, H., Fefelova, N., Zang, W.-J., and Xie, L.-H. (2013) Modulation of intracellular calcium waves and triggered activities by mitochondrial Ca flux in mouse cardiomyocytes, PLoS One, 8, e80574, doi: 10.1371/journal.pone.0080574.

21. Bulbring, E., and Lullmann, H. (1957) The effect of metabolic inhibitors on the electrical and mechanical activity of the smooth muscle of the Guinea-pig’s “taenia coli”, J. Physiol., 136, 310–323.

22. Krnjevic, K., Puil, E., and Werman, R. (1978) Significance of 2,4-dinitrophenol action on spinal motoneurones, J. Physiol., 275, 225–239.

23. Byerly, L., and Moody, W.J. (1984) Intracellular calcium ions and calcium currents in perfused neurones of the snail Lymnaea stagnalis, J. Physiol., 352, 637–652.

24. Tse, A., and Hille, B. (1992) GnRH-induced Ca2+ oscillations and rhythmic hyperpolarizations of pituitary gonadotropes, Science, 255, 462–464.

25. Stojilkovic, S.S. (2012) Molecular mechanisms of pituitary endocrine cell calcium handling, Cell Calcium, 51, 212–221, doi: 10.1016/j.ceca.2011.11.003.

26. Carafoli, E. (1967) In vivo effect of uncoupling agents on the incorporation of calcium and strontium into mitochondria and other subcellular fractions of rat liver, J. Gen. Physiol., 50, 1849–1864.

27. Rottenberg, H., and Scarpa, A. (1974) Calcium uptake and membrane potential in mitochondria, Biochemistry, 13, 4811–4817.

28. Gunter, T.E., Gunter, K.K., Puskin, J.S., and Russell, P.R. (1978) Efflux of Ca2+ and Mn2+ from rat liver mitochondria, Biochemistry, 17, 339–345.

29. Bernardi, P., Paradisi, V., Pozzan, T., and Azzone, G.F. (1984) Pathway for uncoupler-induced calcium efflux in rat liver mitochondria: inhibition by ruthenium red, Biochemistry, 23, 1645–1651.

30. Usui, Y. (1973) Determination of quantum yield of singlet oxygen formation by photosensitization, Chemistry Lett., 2, 743–744.

31. Gao, W., Su, Z., Liu, Q., and Zhou, L. (2014) State-dependent and site-directed photodynamic transformation of HCN2 channel by singlet oxygen, J. Gen. Physiol., 143, 633–644, doi: 10.1085/jgp.201311112.

32. Rokitskaya, T.I., Antonenko, Y.N., and Kotova, E.A. (1996) Photodynamic inactivation of gramicidin channels: a flash-photolysis study, Biochim. Biophys. Acta, 1275, 221–226.

33. Rokitskaya, T.I., Block, M., Antonenko, Y.N., Kotova, E.A., and Pohl, P. (2000) Photosensitizer binding to lipid bilayers as a precondition for the photoinactivation of membrane channels, Biophys. J., 78, 2572–2580, doi: 10.1016/S0006-3495(00)76801-9.

34. Антоненко Ю.Н., Котова Е.А., Рокицкая Т.И. (2005) Фотодинамическое воздействие как основа релаксационного метода изучения грамицидиновых каналов, Биол. мембраны, 22, 275–289.

35. Pashkovskaya, A.A., Sokolenko, E.A., Sokolov, V.S., Kotova, E.A., and Antonenko, Y.N. (2007) Photodynamic activity and binding of sulfonated metallophthalocyanines to phospholipid membranes: contribution of metal-phosphate coordination, Biochim. Biophys. Acta, 1768, 2459–2465, doi: 10.1016/j.bbamem.2007.05.018.

36. Людковская Р.Г. (1961) Некоторые закономерности возбуждения светом гигантского аксона каракатицы, Биофизика, 6, 300–308.

37. Pooler, J. (1968) Light-induced changes in dye-treated lobster giant axons, Biophys. J., 8, 1009–1026.

38. Pooler, J. (1972) Photodynamic alteration of sodium currents in lobster axons, J. Gen. Physiol., 60, 367–387.

39. Oxford, G.S., Pooler, J.P., and Narahashi, T. (1977) Internal and external application of photodynamic sensitizers on squid giant axons, J. Membr. Biol., 36, 159–173.

40. Бурмистров Ю.М., Людковская Р.Г., Шуранова Ж.П. (1969) Электрическая активность нейронов речного рака при витальной окраске метиленовой синью, Биофизика, 14, 495–500.

41. Pooler, J., and Oxford, G.S. (1973) Photodynamic alteration of lobster giant axons in calcium-free and calcium-rich media, J. Membr. Biol., 12, 339–348.

42. Kress, M., Petersen, M., and Reeh, P.W. (1997) Methylene blue induces ongoing activity in rat cutaneous primary afferents and depolarization of DRG neurons via a photosensitive mechanism, Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol., 356, 619–625.

43. Uzdensky, A., Bragin, D., Kolosov, M., Dergacheva, O., Fedorenko, G., and Zhavoronkova, A. (2002) Photodynamic inactivation of isolated crayfish mechanoreceptor neuron: different death modes under different photosensitizer concentrations, Photochem. Photobiol., 76, 431–437.

44. Neginskaya, M., Berezhnaya, E., Uzdensky, A.B., and Abramov, A.Y. (2018) Reactive oxygen species produced by a photodynamic effect induced calcium signal in neurons and astrocytes, Mol. Neurobiol., 55, 96–102, doi: 10.1007/s12035-017-0721-1.

45. Grace, A.A., and Bunney, B.S. (1984) The control of firing pattern in nigral dopamine neurons: burst firing, J. Neurosci., 4, 2877–2890.

46. Hiramitsu, T., Miura, Y., and Machida, H. (1992) Photosensitizer-induced lipid peroxidation in retinal homogenates under illumination, J. Clin. Biochem. Nutr., 12, 109–114.

47. Pooler, J.P., and Valenzeno, D.P. (1978) Kinetic factors governing sensitized photooxidation of excitable cell membranes, Photochem. Photobiol., 28, 219–226.