БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 9, с. 1359–1368

УДК 577.355.2

Спектральные и фотохимические свойства пленок реакционного центра Rhodobacter sphaeroides R-26 в условиях вакуума

© 2019 А.А. Забелин *, В.А. Шкуропатова, В.А. Шувалов, А.Я. Шкуропатов

Институт фундаментальных проблем биологии РАН, ФИЦ «Пущинский научный центр биологических исследований» РАН, 142290 Пущино, Московская обл., Россия; электронная почта: zabelin.bio@gmail.com

Поступила в редакцию 03.04.2019
После доработки 05.06.2019
Принята к публикации 05.06.2019

DOI: 10.1134/S0320972519090136

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: реакционный центр, абсорбционная спектроскопия, вакуумная дегидратация, детергент, мицеллы, Rhodobacter sphaeroides R-26.

Аннотация

Методами абсорбционной спектроскопии в видимой/ближней-ИК и средней-ИК областях исследованы спектральные и фотохимические свойства изолированных реакционных центров (РЦ) из Rhodobacter sphaeroides R-26 в сухих пленках на поверхности неорганических подложек (кварц или CaF2) в условиях вакуумной дегидратации (10-2 или 7·10-5 мм. рт. ст.). Три детергента, N,N-диметилдодециламино-N-оксид (ЛДАО), Triton Х-100 (ТХ100) и n-додецил-β-D-мальтозид (ДМ) тестировались в отношении их способности стабилизировать РЦ–детергент комплексы в вакуум-сухом состоянии. Показано, что в присутствии ЛДАО РЦ–комплексы подвергаются разрушению в вакууме. Напротив, ДМ обеспечивает среду, позволяющую минимизировать необратимые деструктивные изменения в РЦ в условиях вакуума. Эффекты вакуумной дегидратации пленок РЦ–ДМ включали в себя небольшое увеличение содержания α-спиралей в белке РЦ, коротковолновый обратимый сдвиг оптических переходов пигментов и минорные изменения в электронной структуре димера P+. Пленки сохраняли фотохимическую активность при возбуждении светом высокой интенсивности (200 мВт/см2). ТХ100 также способствует поддержанию спектральных и функциональных свойств РЦ в вакууме, однако, в этом случае стабилизирующий эффект выражен в меньшей степени, чем в присутствии ДМ, особенно при высоких концентрациях детергента. Результаты обсуждаются в рамках модели, предполагающей, что при вакуумной дегидратации РЦ–комплексов взаимодействие детергент–белок и свойства мицелл детергента играют доминирующую роль в поддержании структуры РЦ. Полученные данные могут быть полезными при разработке гибридных фотопреобразующих систем, содержащих бактериальные РЦ.
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: реакционный центр, абсорбционная спектроскопия, вакуумная дегидратация, детергент, мицеллы, Rhodobacter sphaeroides R-26.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена в рамках госзадания № АААА-А17030110140-5 и при частичной финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 16-34-00829).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с использованием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Blankenship, R.E. (2014) Molecular mechanisms of photosynthesis, Wiley Blackwell, Chichester.

2. Allen, J.P., Feher, G., Yeates, T.O., Komiya, H., and Rees, D.C. (1987) Structure of the reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: the protein subunits, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 6162–6166, doi: 10.1073/pnas.84.17.6162.

3. Koepke, J., Krammer, E.-M., Klingen, A.R., Sebban, P., Ullmann, G.M., and Fritzsch, G. (2007) pH modulates the quinone position in the photosynthetic reaction center from Rhodobacter sphaeroides in the neutral and charge separated states, J. Mol. Biol., 371, 396–409, doi: 10.1016/j.jmb.2007.04.082.

4. Jones, M. (2009) In The purple phototrophic bacteria (Hunter, C.N., Daldal, F., Thurnauer, M.C., and Beatty, J.T., eds.), Springer, Dordrecht, The Netherlands, pp. 295–321.

5. Lu, Y., Xu, J., Liu, B., and Kong, J. (2007) Photosynthetic reaction center functionalized nano-composite films: effective strategies for probing and exploiting the photo-induced electron transfer of photosensitive membrane protein, Biosens. Bioelectron., 22, 1173–1185, doi: 10.1016/j.bios.2006.05.026.

6. Das, R., Kiley, P.J., Segal, M., Norville, J., Yu A.A., Wang, L., Trammell, S.A., Reddick, L.E., Kumar, R., Stellacci, F., Lebedev, N., Schnur, J., Bruce, B.D., Zhang, S., and Baldo, M. (2004) Integration of photosynthetic protein molecular complexes in solid-state electronic devices, Nano Lett., 4, 1079–1083, doi: 10.1021/nl049579f.

7. Kiley, P., Zhao, X., Vaughn, M., Baldo, M.A., Bruce, B.D., and Zhang, S. (2005) Self-assembling peptide detergents stabilize isolated photosystem I on a dry surface for an extended time, PLoS Biol., 3, e230, doi: 10.1371/journal.pbio.0030230.

8. Lukashev, E.P., Knox, P.P., Oleinikov, I.P., Seifullina, N.Kh., and Grishanova, N.P. (2016) Investigation of stability of photosynthetic reaction center and quantum dot hybrid films, Biochemistry (Moscow), 81, 58–63, doi: 10.1134/S0006297916010065.

9. Xia, N., May, C.J., McArthur, S.L., and Castner, D.G. (2002) Time-of-flight secondary ion mass spectrometry analysis of conformational changes in adsorbed protein films, Langmuir, 18, 4090–4097, doi: 10.1021/la020022u.

10. Barrera, N.P., Di Bartolo, N., Booth P.J., and Robinson, C.V. (2008) Micelles protect membrane complexes from solution to vacuum, Science, 321, 243–246, doi: 10.1126/science.1159292.

11. Reading, E., Liko, I., Allison, T.M., Benesch, J.L.P., Laganowsky, A., and Robinson, C.V. (2015) The role of the detergent micelle in preserving the structure of membrane proteins in the gas phase, Angew. Chem. Int. Ed., 54, 4577–4581, doi: 10.1002/anie.201411622.

12. Seibert, M., Picorel, R., Rubin, A.B., and Connolly, J.S. (1988) Spectral, photophysical, and stability properties of isolated photosystem II reaction center, Plant Physiol., 87, 303–306, doi: 10.1104/pp.87.2.303.

13. Gall, B., and Scheer, H. (1998) Stabilization of photosystem II reaction centers: influence of bile salt detergents and low pH, FEBS Lett., 431, 161–166, doi: 10.1016/S0014-5793(98)00739-X.

14. Zabelin, A.A., Shkuropatova, V.A., Shuvalov, V.A., and Shkuropatov, A.Ya. (2011) FTIR spectroscopy of the reaction center of Chloroflexus aurantiacus: photoreduction of the bacteriopheophytin electron acceptor, Biochim. Biophys. Acta, 1807, 1013–1021, doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.018.

15. Moller, J.V., and le Maire, M. (1993) Detergent binding as a measure of hydrophobic surface area of integral membrane proteins, J. Biol. Chem., 268, 18659–18672.

16. Zabelin, A.A., Shkuropatova, V.A., Shuvalov, V.A., and Shkuropatov, A.Ya. (2012) FTIR spectroscopy of the reaction center of Chloroflexus aurantiacus: photooxidation of the primary electron donor, Biochemistry (Moscow), 77, 157–164, doi: 10.1134/S000629791202006X.

17. Clayton, R. (1978) Effects of dehydration on reaction centers from Rhodopseudomonas sphaeroides, Biochim. Biophys. Acta, 504, 255–264, doi: 10.1016/0005-2728(78)90174-3.

18. Malferrari, M., Turina, P., Francia, F., Mezzetti, A., Leibl, W., and Venturoli, G. (2015) Dehydration affects the electronic structure of the primary electron donor in bacterial photosynthetic reaction centers: evidence from visible-NIR and light-induced difference FTIR spectroscopy, Photochem. Photobiol. Sci., 14, 238–251, doi: 10.1039/c4pp00245h.

19. Hughes, A.V., Rees, P., Heathcote, P., and Jones, M.R. (2006) Kinetic analysis of the thermal stability of the photosynthetic reaction center from Rhodobacter sphaeroides, Biophys. J., 90, 4155–4166, doi: 10.1529/biophysj.105.070029.

20. Barth, A. (2007) Infrared spectroscopy of proteins, Biochim. Biophys. Acta, 1767, 1073–1101, doi: 10.1016/j.bbabio.2007.06.004.

21. Arrondo, J.L.R., Muga, A., Castresana, J., and Goni, F.M. (1993) Quantitative studies of the structure of proteins in solution by Fourier-transform infrared spectroscopy, Progr. Biophys. Mol. Biol., 59, 26–56, doi: 10.1016/0079-6107(93)90006-6.

22. Nabedryk, E., Mantele, W., and Breton, J. (1989) In Techniques and new developments in photosynthesis research (Barber. J., Malkin, R., eds.), NATO ASI Ser, Vol. 168, Plenum Press, New York, pp. 17–34.

23. Popova, A.V., Hundertmark, M., Seckler, R., and Hinch, D.K. (2011) Structural transitions in the intrinsically disordered plant dehydration stress protein LEA7 upon drying are modulated by the presence of membranes, Biochim. Biophys. Acta, 1808, 1879–1887, doi: 10.1016/j.bbamem.2011.03.009.

24. Yoneda, J.S., Miles, A.J., Araujo, A.P., and Wallace, B.A. (2017) Differential dehydration effects on globular proteins and intrinsically disordered proteins during film formation, Protein Sci., 26, 718–726, doi: 10.1002/pro.3118.

25. Lutz, M., and Mantele, W. (1991) In Chlorophylls (Scheer, H., ed.), CRC Press, Boca Raton, FL, pp. 855–902.

26. Morita, E.H., Hayashi, H., and Tasumi, M. (1993) Temperature dependence of the light-induced infrared difference spectra of chromatophores and reaction centers from photosynthetic bacteria, Biochim. Biophys. Acta, 1142, 146–154, doi: 10.1016/0005-2728(93)90096-X.

27. Nikolaev, G.M., Knox, P.P., Kononenko, A.A., Grishanova, N.P., and Rubin, A.B. (1980) Photo-induced electron transport and water state in Rhodospirillum Rubrum chromatophores, Biochim. Biophys. Acta, 590, 194–201, doi: 10.1016/0005-2728(80)90024-9.

28. Francia, F., Palazzo, G., Mallardi, A., Cordone, L., and Venturoli, G. (2003) Residual water modulates QA–-to-QB electron transfer in bacterial reaction centers embedded in trehalose amorphous matrices, Biophys. J., 85, 2760–2775, doi: 10.1016/S0006-3495(03)74698-0.

29. Naberdyk, E., Allen, J.P., Taguchi, A.K.W., Williams, J.C., Woodbury, N.W., and Breton, J. (1993) Fourier transform infrared study of the primary electron donor in chromatophores of Rhodobacter sphaeroides with reaction centers genetically modified at residues M160 and L131, Biochemistry, 32, 13879–13885, doi: 10.1021/bi00213a017.

30. Breton, J., Nabedryk, E., and Parson, W.W. (1992) A new infrared electronic transition of the oxidized primary electron donor in bacterial reaction centers: a way to assess resonance interactions between the bacteriochlorophylls, Biochemistry, 31, 7503–7510, doi: 10.1021/bi00148a010.

31. Reimers, J.R., and Hush, N.S. (2003) Modeling the bacterial photosynthetic reaction center. VII. Full simulation of the intervalence hole-transfer absorption spectrum of the special-pair radical cation, J. Chem. Phys., 119, 3262–3277, doi: 10.1063/1.1589742.

32. Shuvalov, V.A., Shkuropatov, A.Ya., Kulakova, S.M., Ismailov, M.A., and Shkuropatova, V.A. (1986) Photoreactions of bacteriopheophytins and bacteriochlorophylls in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides and Chloroflexus aurantiacus, Biochim. Biophys. Acta, 849, 337–346, doi: 10.1016/0005-2728(86)90145-3.

33. Roth, M., Lewit-Bentley, A., Michel, H., Deisenhofer, J., Huber, R., and Oesterhelt, D. (1989) Detergent structure in crystals of a bacterial photosynthetic reaction centre, Nature, 340, 659–662, doi: 10.1038/340659a0.

34. Roth, M., Arnoux, B., Ducruix, A., and Reiss-Husson F. (1991) Structure of the detergent phase and protein–detergent interactions in crystals of the wild-type (strain Y) Rhodobacter sphaeroides photochemical reaction center, Biochemistry, 30, 9403–9413, doi: 10.1021/bi00103a003.

35. Rouse, S.L., Marcoux, J., Robinson, C.V., and Sansom, M.S.P. (2013) Dodecyl maltoside protects membrane proteins in vacuo, Biophys. J., 105, 648–656, doi: 10.1016/j.bpj.2013.06.025.

36. Helenius, A., McCaslin, D.R., Fries, E., and Tanford, C. (1979) Properties of detergents, Methods Enzymol., 56, 734–749, doi: 10.1016/0076-6879(79)56066-2.

37. Giorgio, G., Colafemmina, G., Mavelli, F., Murgiac, S., and Palazzo, G. (2016) The impact of alkanes on the structure of Triton X100 micelles, RSC Adv., 6, 825–836, doi: 10.1039/c5ra21691e.