Сравнительный анализ полнотранскриптомного профиля печени крыс Wistar, получавших рационы с различным содержанием жира, фруктозы и холестерина

1 Федеральный исследовательский центр питания, биотехнологии и безопасности пищи, 109240 Москва, Россия; электронная почта: gmosh@ion.ru

2 Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. В.И. Кулакова Минздрава России, 117198 Москва, Россия

Поступила в редакцию 20.02.2019
После доработки 27.05.2019
Принята к публикации 28.05.2019

DOI: 10.1134/S0320972519090124

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: транскриптом, печень, крысы, ОТ-ПЦР, дислипидемия, in vivo модели.

Аннотация

В печени самок крыс линии Wistar, получавших изокалорийные рационы c избытком жира, фруктозы, холестерина или сочетаний фруктозы с жиром и холестерином в течение 62 суток, изучали дифференциальную экспрессию 30003 генов методом полнотранскриптомного профилирования на микрочипе, а также определяли относительные уровни экспрессии мРНК генов Asah2, Crot, Crtc2, Fmo3, GSTA2, LOC1009122026, LOC102551184, NpY, NqO1, Prom1, Retsat, RGD1305464, Tmem104 и Whsc1 методом ОТ-ПЦР в реальном времени. Выявлен различный характер влияния экспериментальных рационов на ряд ключевых метаболических путей (KEGGs). При всех экспериментальных рационах (кроме сочетания избытка жира с фруктозой) высокозначимыми были изменения в экспрессии генов метаболического пути обмена стероидов в печени. Как высокожировой, так и высокофруктозный рационы вызывали достоверное снижение уровней экспрессии гена FDFT1, который кодирует сквален-синтазу, отвечающую за начальный этап синтеза холестерина. Напротив, при избытке (0,5%) холестерина экспрессия FDFT1 не отличалась от контрольной группы, но были выявлены изменения экспрессии генов обмена глюкозы и гликогена, способные приводить к подавлению синтеза гликогена и глюконеогенеза. При этом в указанной группе наблюдалась иная, в сравнении с избытком жира и фруктозы, морфологическая картина ткани печени в виде меньшего размера липидных вакуолей в гепатоцитах. Для групп животных, получавших фруктозу и ее сочетание с жиром, были характерны влияния на метаболические пути, связанные с внутриклеточным катаболизмом белка (эндоцитоз, фагосомы, протеасомы, процессинг белка в эндоплазматическом ретикулуме), плотными и межклеточными контактами, молекулами адгезии и внутриклеточным транспортом РНК. У крыс, получавших избыток жира с фруктозой или холестерин, методом ОТ-ПЦР в реальном времени выявлены согласованные изменения в относительных уровнях экспрессии генов Сrot, Prom1 и RGD1305464, отражающие интегрированные сдвиги в регуляции липидного и углеводного обмена.

Текст статьи

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа проведена за счет средств субсидии на выполнение государственного задания в рамках Программы фундаментальных научных исследований (тема Минобрнауки России № 0529-2015-0006 «Поиск новых молекулярных маркеров алиментарно-зависимых заболеваний: геномный и постгеномный анализ»).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей в качестве объектов исследований. Все применимые международные, национальные и/или институциональные принципы ухода и использования животных были соблюдены.

Список литературы

1. Woods, S.C., Seeley, R.J., Rushing, P.A., D’Alessio, D., and Tso, P. (2003) A controlled high-fat diet induces an obese syndrome in rats, J. Nutr., 133, 1081–1087, doi: 10.1093/jn/133.4.1081.

2. Rask-Madsen, C., and Kahn, C. (2012) Tissue-specific insulin signaling, metabolic syndrome and cardiovascular disease, Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 32, 2052–2059, doi: 10.1161/ATVBAHA.111.241919.

3. Dietrich, P., and Hellerbrand, C. (2014) Non-alcoholic fatty liver disease, obesity and the metabolic syndrome, Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol., 28, 637–653, doi: 10.1016/j.bpg.2014.07.00.

4. Catrysse, L., and van Loo, G. (2017) Inflammation and the metabolic syndrome: the tissue-specific functions of NF-κB trends, Cell Biol., 27, 417–429, doi: 10.1016/j.tcb.2017.01.006.

5. Wong, S.K., Chin, K-Y., Suhaimi, F.H., Fairus, A., and Ima-Nirwana, S. (2016) Animal models of metabolic syndrome: a review, Nutr. Metab. (Lond)., 13, 65−77, doi: 10.1186/s12986-016-0123-9.

6. Kim, Y., and Park, T. (2010) DNA microarrays to define and search for genes associated with obesity, Biotechnol. J., 5, 99–112, doi: 10.1002/biot.200900228.

7. Soltis, A.R., Kennedy, N.J., Xin, X., Zhou, F., Ficarro, S.B., Yap, Y.S., Matthews, B.J., Lauffenburger, D.A., White, F.M., Marto, J.A., Davis, R.J., and Fraenkel, E. (2017) Hepatic dysfunction caused by consumption of a high-fat diet, Cell Rep., 21, 3317–3328, doi: 10.1016/j.celrep.2017.11.059.

8. Softic, S., Gupta, M.K., Wang, G.X., Fujisaka, S., O’Neill, B.T., Rao, T.N., Willoughby, J., Harbison, C., Fitzgerald, K., Ilkayeva, O., Newgard, C.B., Cohen, D.E., and Kahn, C.R. (2017) Divergent effects of glucose and fructose on hepatic lipogenesis and insulin signaling, J. Clin. Invest., 127, 4059–4074, doi: 10.1172/JCI94585.

9. Kirpich, I.A., Gobejishvili, L.N., Bon Homme, M., Waigel, S., Cave, M., Arteel, G., Barve, S.S., McClain, C.J., and Deaciuc, I.V. (2011) Integrated hepatic transcriptome and proteome analysis of mice with high-fat diet-induced nonalcoholic fatty liver disease, J. Nutr. Biochem., 22, 38–45, doi: 10.1016/j.jnutbio.2009.11.009.

10. Kim, S., Sohn, I., Ahn, J.I., Lee, K.H., Lee, Y.S., and Lee, Y.S. (2004) Hepatic gene expression profiles in a long-term high-fat diet-induced obesity mouse model, Gene, 340, 99–109, doi: 10.1016/j.gene.2004.06.015.

11. Hasebe, T., Tanaka, H., Sawada, K., Nakajima, S., Ohtake, T., Fujiya, M., and Kohgo, Y. (2017) Bone morphogenetic protein-binding endothelial regulator of liver sinusoidal endothelial cells induces iron overload in a fatty liver mouse model, J. Gastroenterol., 52, 341–351, doi: 10.1007/s00535-016-1237-6.

12. Liu, Y., Cheng, F., Luo, Y.X., Hu, P., Ren, H., and Peng, M.L. (2017) The role of cytochrome P450 in nonalcoholic fatty liver induced by high-fat diet: a gene expression profile analysis, Zhonghua Gan Zang Bing Za Zhi., 25, 285–290, doi: 10.3760/cma.j.issn.1007-3418.2017.04.010.

13. Kim, J., Kwon, E.Y., Park, S., Kim, J.R., Choi, S.W., Choi, M.S., and Kim, S.J. (2016) Integrative systems analysis of diet-induced obesity identified a critical transition in the transcriptomes of the murine liver and epididymal white adipose tissue, Int. J. Obes. (Lond)., 40, 338–345, doi: 10.1038/ijo.2015.147.

14. Patsouris, D., Reddy, J.K., Muller, M., and Kersten, S. (2006) Peroxisome proliferator-activated receptor α mediates the effects of high-fat diet on hepatic gene expression, Endocrinology, 147, 1508–1516, doi: 10.1210/en.2005–1132.

15. Holvoet, P., Rull, A., Garcia-Heredia, A., Lopez-Sanroma, S., Geeraert, B., Joven, J., and Camps, J. (2015) Stevia-derived compounds attenuate the toxic effects of ectopic lipid accumulation in the liver of obese mice: a transcriptomic and metabolomic study, Food Chem. Toxicol., 77, 22–33, doi: 10.1016/j.fct.2014.12.017.

16. Chartoumpekis, D.V., Ziros, P.G., Zaravinos, A., Iskrenova, R.P., Psyrogiannis, A.I., Kyriazopoulou, V.E., Sykiotis, G.P., and Habeos, I.G. (2013) Hepatic gene expression profiling in Nrf2 knockout mice after long-term high-fat diet-induced obesity, Oxid. Med. Cell Longev., 2013, 340731, doi: 10.1155/2013/340731.

17. Knebel, B., Hartwig, S., Jacob, S., Kettel, U., Schiller, M., Passlack, W., Koellmer, C., Lehr, S., Muller-Wieland, D., and Kotzka, J. (2018) Inactivation of SREBP-1a phosphorylation prevents fatty liver disease in mice: identification of related signaling pathways by gene expression profiles in liver and proteomes of peroxisomes, Int. J. Mol. Sci., 19, E980, doi: 10.3390/ijms19040980.

18. Guide for the care and use of laboratory animals. Eighth edition/Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Research (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. (2011) The National Academies Press, Washington.

19. Reeves, P.G., Nielsen, F.H., and Fahey, G.C. (1993) AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet, J. Nutr., 123, 1939–1951, doi: 10.1093/jn/123.11.1939.

20. Agilent Total RNA Isolation Mini Kit. Protocol, 5th edn. (2015) URL: http://www.agilent.com/cs/library/usermanuals/Public/5188_2710_A1.pdf.

21. One-color microarray-based gene expression analysis (low input quick Amp labeling), version 6.9.1 (2015) URL: http://www.agilent.com/cs/library/usermanuals/Public/G4140-90040_GeneExpression_OneColor_6.9.pdf.

22. Роскин Г.И., Левинсон Л.Б. (1957) Микроскопическая техника, Советская наука, Москва, 469 с.

23. Benjamini, Y., and Hochberg, Y. (1995) Controlling the false discovery rate: a practical and powerful approach to multiple testing, J. R. Statist. Soc. B, 57, 289–300, doi: 10.1111/j.2517-6161.1995.tb02031.x.

24. Brown, C.W., Houston-Hawkins, D.E., Woodruff, T.K., and Matzuk, M.M. (2000) Insertion of Inhbb into the Inhba locus rescues the Inhba-null phenotype and reveals new activin functions, Nat. Genet., 25, 453–457, doi: 10.1038/78161.

25. Beaulieu, M., Levesque, E., Tchernof, A., Beatty, B.G., Belanger, A., and Hum, D.W. (1997) Chromosomal localization, structure, and regulation of the UGT2B17 gene, encoding a C19 steroid metabolizing enzyme, DNA Cell Biol., 16, 1143–1154, doi: 10.1089/dna.1997.16.1143.

26. Capel, F., Rolland-Valognes, G., Dacquet, C., Brun, M., Lonchampt, M., Ktorza, A., Lockhart, B., and Galizzi, J.P. (2013) Analysis of sterol-regulatory element-binding protein 1c target genes in mouse liver during aging and high-fat diet, J. Nutrigenet. Nutrigenomics, 6, 107–122, doi: 10.1159/000350751.

27. Choi, J.Y., McGregor, R.A., Kwon, E.Y., Kim, Y.J., Han, Y., Park, J.H., Lee, K.W., Kim, S.J., Kim, J., Yun, J.W., and Choi, M.S. (2016) The metabolic response to a high-fat diet reveals obesity-prone and -resistant phenotypes in mice with distinct mRNA-seq transcriptome profiles, Int. J. Obes. (Lond)., 40, 1452–1460, doi: 10.1038/ijo.2016.70.

28. Do, R., Kiss, R.S., Gaudet, D., and Engert, J.C. (2009) Squalene syntase: a critical enzyme in the cholesterol biosynthesis pathway, Clin. Genet., 75, 19–29, doi: 10.1111/j.1399-0004.2008.01099.x.

29. Torrente, Y., Belicchi, M., Sampaolesi, M., Pisati, F., Meregalli, M., D’Antona, G., Tonlorenzi, R., Porretti, L., Gavina, M., Mamchaoui, K., Pellegrino, M.A., Furling, D., Mouly, V., Butler-Browne, G.S., Bottinelli, R., Cossu, G., and Bresolin, N. (2004) Human circulating AC133+ stem cells restore dystrophin expression and ameliorate function in dystrophic skeletal muscle, J. Clin. Invest., 114, 182–195, doi: 10.1172/JCI20325.

30. Zhu, L., Gibson, P., Currle, D.S., Tong, Y., Richardson, R.J., Bayazitov, I.T., Poppleton, H., Zakharenko, S., Ellison, D.W., and Gilbertson, R.J. (2009) Prominin 1 marks intestinal stem cells that are susceptible to neoplastic transformation, Nature, 457, 603–607, doi: 10.1038/nature07589.

31. Ferdinandusse, S., Mulders, J., Denis, S., Dacremont, G., Waterham, H.R., and Wanders, R.J. (1999) Molecular cloning and expression of human carnitine octanoyltransferase: evidence for its role in the peroxisomal β-oxidation of branched-chain fatty acids, Biochem. Biophys. Res. Commun., 263, 213–218, doi: 10.1006/bbrc.1999.1340.

32. Апрятин С.А., Мжельская К.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Кулакова С.Н., Сото Х.С., Макаренко М.А., Ригер Н.А., Тутельян В.А. (2016) Сравнительная характеристика in vivo моделей гиперлипидемии у крыс линии Вистар и мышей линии C57Bl/6, Вопросы питания, 85, 24–33.

33. Peterson, E.A., Kalikin, L.M., Steels, J.D., Estey, M.P., Trimble, W.S., and Petty, E.M. (2007) Characterization of a SEPT9 interacting protein, SEPT14, a novel testis-specific septin, Mamm. Genome, 18, 796–807, doi: 10.1007/s00335-007-9065-x.

34. Shinoda, T., Ito, H., Sudo, K., Iwamoto, I., Morishita, R., and Nagata, K. (2010) Septin 14 is involved in cortical neuronal migration via interaction with septin 4, Mol. Biol. Cell, 21, 1324–1334, doi: 10.1091/mbc.E09-10-0869.

35. Apryatin, S.A., Sidorova, Yu.S., Shipelin, V.A., Balakina, A.S., Trusov, N.V., and Mazo, V.K. (2017) Neuromotor activity, anxiety and cognitive function in the in vivo model of alimentary hyperlipidemia and obesity, Bull. Exp. Biol. Med., 163, 37–41, doi: 10.1007/s10517-017-3732-z.

36. Bengoechea-Alonso, M.T., and Ericsson, J. (2016) The phosphorylation-dependent regulation of nuclear SREBP1 during mitosis links lipid metabolism and cell growth, Cell Cycle, 15, 2753–2765, doi: 10.1080/15384101.2016.1220456.

37. Heo, H.S., Kim, E., Jeon, S.M., Kwon, E.Y., Shin, S.K., Paik, H., Hur, C.G., and Choi, M.S. (2013) A nutrigenomic framework to identify time-resolving responses of hepatic genes in diet-induced obese mice, Mol. Cells, 36, 25–38, doi: 10.1007/s10059-013-2336-3.

38. Jung, U.J., Seo, Y.R., Ryu, R., and Choi, M.S. (2016) Differences in metabolic biomarkers in the blood and gene expression profiles of peripheral blood mononuclear cells among normal weight, mildly obese and moderately obese subjects, Br. J. Nutr., 116, 1022–1032, doi: 10.1017/S0007114516002993.