БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 9, с. 1335–1343

УДК 612.743

Низкие дозы уабаина и АМФ-активируемая пpотеинкиназа как факторы поддержания электрогенеза скелетной мышцы

© 2019 В.В. Кравцова 1, Н.А. Вильчинская 2, В.Л. Розломий 1, Б.С. Шенкман 2, И.И. Кривой 1*

1 Cанкт-Петеpбуpгcкий гоcудаpcтвенный унивеpcитет, 199034 Cанкт-Петеpбуpг, Россия; электронная почта: iikrivoi@gmail.com

2 Государственный научный центр Российской Федерации — Институт медико-биологических проблем РАН, 123007 Москва, Россия

Поступила в редакцию 11.02.2019
После доработки 24.05.2019
Принята к публикации 07.06.2019

DOI: 10.1134/S0320972519090112

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: скелетная мышца, двигательная активность, уабаин, Na,K-АТФаза, АМФ-активируемая протеинкиназа.

Аннотация

Различные виды двигательной дисфункции сопровождаются устойчивой деполяризацией мембраны скелетных мышечных волокон за счет нарушения функционирования Na,K-АТФазы. Нами впервые исследована возможность участия в поддержании мышечного электрогенеза эндогенных факторов, уровень которых непосредственно связан с двигательной активностью: уабаина (специфического лиганда Na,K-АТФазы) и АМФ-активируемой протеинкиназы (ключевого регулятора мышечного метаболизма). В изолированных диафрагмальных мышцах крыс после введения уабаина (1 мкг/кг/день в течение 4-х суток) зарегистрирована гиперполяризация сарколеммы за счет увеличения электрогенной активности Na,K-АТФазы. Гиперполяризация, развивающаяся уже через 15 мин, показана и в острых опытах с добавлением наномолярных концентраций уабаина в раствор. При увеличении концентрации наружного калия менялся знак действия уабаина и наблюдалась только деполяризация мембраны. Специфическая субклеточная локализация, наличие определенных молекулярных партнеров, а также изменение ионного баланса рассматриваются в качестве возможных факторов реализации активирующего Na,K-АТФазу действия уабаина. В экспериментах с превентивным введением AICAR (активатор АМФ-активируемой протеинкиназы, 400 мг/кг/день в течение 7 сут) показана стабилизация структуры концевых пластинок и отсутствие деполяризации мембраны камбаловидной мышцы крысы, вызываемой прекращением двигательной активности. Полученные новые факты могут быть полезными с точки зрения поиска путей коррекции мышечной дисфункции, в том числе на ее ранних этапах, предшествующих развитию выраженной атрофии.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при поддержке Российского научного фонда (грант № 18-15-00043).

Благодарности

Авторы выражают благодарность Ресурсному центру «Развитие молекулярных и клеточных технологий» Санкт-Петербургского государственного университета и лично Н.А. Костину за помощь в проведении работ с конфокальной микроскопией.

Конфликт интересов

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все применимые международные, национальные и/или институциональные принципы ухода и использования животных были соблюдены.

Список литературы

1. Filatov, G.N., Pinter, M.J., and Rich, M.M. (2005) Resting potential-dependent regulation of the voltage sensitivity of sodium channel gating in rat skeletal muscle in vivo, J. Gen. Physiol., 126, 161–172, doi: 10.1085/jgp.200509337.

2. Heiny, J.A., Kravtsova, V.V., Mandel, F., Radzyukevich, T.L., Benziane, B., Prokofiev, A.V., Pedersen, S.E., Chibalin, A.V., and Krivoi, I.I. (2010) The nicotinic acetylcholine receptor and the Na,K-ATPase α2 isoform interact to regulate membrane electrogenesis in skeletal muscle, J. Biol. Chem., 285, 28614–28626, doi: 10.1074/jbc.M110.150961.

3. Krivoi, I.I., and Petrov, A.M. (2019) Cholesterol and the safety factor for neuromuscular transmission, Int. J. Mol. Sci., 20, 1046, doi: 10.3390/ijms20051046.

4. Tyapkina, O., Volkov, E., Nurullin, L., Shenkman, B., Kozlovskaya, I., Nikolsky, E., and Vyskocil, F. (2009) Resting membrane potential and Na+,K+-ATPase of rat fast and slow muscles during modeling of hypogravity, Physiol. Res., 58, 599–603.

5. Miles, M.T., Cottey, E., Cottey, A., Stefanski, C., and Carlson, C.G. (2011) Reduced resting potentials in dystrophic (mdx) muscle fibers are secondary to NF-kB-dependent negative modulation of ouabain sensitive Na-K pump activity, J. Neurol. Sci., 303, 53–60, doi: 10.1016/j.jns.2011.01.015.

6. Kravtsova, V.V., Timonina, N.A., Zakir’yanova, G.F., Sokolova, A.V., Mikhailov, V.M., Zefirov, A.L., and Krivoi, I.I. (2018) The structural and functional characteristics of the motor end plates of dysferlin-deficient mice, Neurochem. J., 12, 305–310, doi: 10.1134/S1819712418040049.

7. Kravtsova, V.V., Matchkov, V.V., Bouzinova, E.V., Vasiliev, A.N., Razgovorova, I.A., Heiny, J.A., and Krivoi, I.I. (2015) Isoform-specific Na,K-ATPase alterations precede disuse-induced atrophy of rat soleus muscle, Biomed Res. Int., 2015, 720172, doi: 10.1155/2015/720172.

8. Kravtsova, V.V., Petrov, A.M., Matchkov, V.V., Bouzinova, E.V., Vasiliev, A.N., Benziane, B., Zefirov, A.L., Chibalin, A.V., Heiny, J.A., and Krivoi, I.I. (2016) Distinct α2 Na,K-ATPase membrane pools are differently involved in early skeletal muscle remodeling during disuse, J. Gen. Physiol., 147, 175–188, doi: 10.1085/jgp.201511494.

9. DiFranco, M., Hakimjavadi, H., Lingrel, J.B., and Heiny, J.A. (2015) Na,K-ATPase α2 activity in mammalian skeletal muscle T-tubules is acutely stimulated by extracellular K+, J. Gen. Physiol., 146, 281–294, doi: 10.1085/jgp.201511407.

10. Kravtsova, V.V., Bouzinova, E.V., Machkov, V.V., Timonina, N.A., Zakyrjanova, G.F., Zefirov, A.L., and Krivoi, I.I. (2019) Abnormal membrane localization of α2 isoform of Na,K-ATPase in m. soleus of dysferlin-deficient mice, Bull. Exp. Biol. Med., 166, 593–597, doi: 10.1007/s10517-019-04398-z.

11. Blaustein, M.P., Chen, L., Hamlyn, J.M., Leenen, F.H., Lingrel, J.B., Wier, W.G., and Zhang, J. (2016) Pivotal role of α2 Na+ pumps and their high affinity ouabain binding site in cardiovascular health and disease, J. Physiol., 594, 6079–6103, doi: 10.1113/JP272419.

12. Khalaf, F.K., Dube, P., Mohamed, A., Tian, J., Malhotra, D., Haller, S.T., and Kennedy, D.J. (2018) Cardiotonic steroids and the sodium trade balance: new insights into trade-off mechanisms mediated by the Na+/K+-ATPase, Int. J. Mol. Sci., 19, 2576, doi: 10.3390/ijms19092576.

13. Bauer, N., Muller-Ehmsen, J., Kramer, U., Hambarchian, N., Zobel, C., Schwinger, R.H., Neu, H., Kirch, U., Grünbaum, E.G., and Schoner, W. (2005) Ouabain-like compound changes rapidly on physical exercise in humans and dogs: effects of β-blockade and angiotensin-converting enzyme inhibition, Hypertension, 45, 1024–1028, doi: 10.1161/01.HYP.0000165024.47728.f7.

14. Radzyukevich, T.L., Lingrel, J.B., and Heiny, J.A. (2009) The cardiac glycoside binding site on the Na,K-ATPase α2 isoform plays a role in the dynamic regulation of active transport in skeletal muscle, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 106, 2565–2570, doi: 10.1073/pnas.0804150106.

15. Gao, J., Wymore, R.S., Wang, Y., Gaudette, G.R., Krukenkamp, I.B., Cohen, I.S., and Mathias, R.T. (2002) Isoform-specific stimulation of cardiac Na/K pumps by nanomolar concentrations of glycosides, J. Gen Physiol., 119, 297–312.

16. Saunders, R., and Scheiner-Bobis, G. (2004) Ouabain stimulates endothelin release and expression in human endothelial cells without inhibiting the sodium pump, Eur. J. Biochem., 271, 1054–1062, doi: 10.1111/j.1432-1033.2004.04012.x.

17. Holthouser, K.A., Mandal, A., Merchant, M.L., Schelling, J.R., Delamere, N.A., Valdes, R.R. Jr., Tyagi, S.C., Lederer, E.D., and Khundmiri, S.J. (2010) Ouabain stimulates Na-K-ATPase through a sodium/hydrogen exchanger-1 (NHE-1)-dependent mechanism in human kidney proximal tubule cells, Am. J. Physiol. Renal Physiol., 299, F77–F90, doi: 10.1152/ajprenal.00581.2009.

18. Ketchem, C.J., Conner, C.D., Murray, R.D., DuPlessis, M., Lederer, E.D., Wilkey, D., Merchant, M., and Khundmiri, S.J. (2016) Low dose ouabain stimulates Na-K ATPase α1 subunit association with angiotensin II type 1 receptor in renal proximal tubule cells, Biochim. Biophys. Acta, 1863, 2624–2636, doi: 10.1016/j.bbamcr.2016.07.008.

19. Klimanova, E.A., Tverskoi, A.M., Koltsova, S.V., Sidorenko, S.V., Lopina, O.D., Tremblay, J., Hamet, P., Kapilevich, L.V., and Orlov, S.N. (2017) Time- and dose-dependent actions of cardiotonic steroids on transcriptome and intracellular content of Na+ and K+: a comparative analysis, Sci. Rep., 7, 45403, doi: 10.1038/srep45403.

20. Vilchinskaya, N.A., Mochalova, E.P., Nemirovskaya, T.L., Mirzoev, T.M., Turtikova, O.V., and Shenkman, B.S. (2017) Rapid decline in MyHC I(β) mRNA expression in rat soleus during hindlimb unloading is associated with AMPK dephosphorylation, J. Physiol., 595, 7123–7134, doi: 10.1113/JP275184.

21. Vilchinskaya, N.A., Krivoi, I.I., and Shenkman, B.S. (2018) AMP-activated protein kinase as a key trigger for the disuse-induced skeletal muscle remodeling, Int. J. Mol. Sci., 19, 3558, doi: 10.3390/ijms19113558.

22. Chibalin, A.V., Benziane, B., Zakyrjanova, G.F., Kravtsova, V.V., and Krivoi, I.I. (2018) Early endplate remodeling and skeletal muscle signaling events following rat hindlimb suspension, J. Cell. Physiol., 233, 6329–6336, doi: 10.1002/jcp.26594.

23. Hardie, D.G., Schaffer, B.E., and Brunet, A. (2016) AMPK: an energy-sensing pathway with multiple inputs and outputs, Trends Cell Biol., 26, 190–201, doi: 10.1016/j.tcb.2015.10.013.

24. Ingwersen, M.S., Kristensen, M., Pilegaard, H., Wojtaszewski, J.F., Richter, E.A., and Juel, C. (2011) Na,K-ATPase activity in mouse muscle is regulated by AMPK and PGC-1α, J. Membr. Biol., 242, 1–10, doi: 10.1007/s00232-011-9365-7.

25. Benziane, B., Bjornholm, M., Pirkmajer, S., Austin, R.L., Kotova, O., Viollet, B., Zierath, J.R., and Chibalin, A.V. (2012) Activation of AMP-activated protein kinase stimulates Na+,K+-ATPase activity in skeletal muscle cells, J. Biol. Chem., 287, 23451–23463, doi: 10.1074/jbc.M111.331926.

26. Cervero, C., Montull, N., Tarabal, O., Piedrafita, L., Esquerda, J.E., and Caldero, J. (2016) Chronic treatment with the AMPK agonist AICAR prevents skeletal muscle pathology but fails to improve clinical outcome in a mouse model of severe spinal muscular atrophy, Neurotherapeutics, 13, 198–216, doi: 10.1007/s13311-015-0399-x.

27. Morey-Holton, E., Globus, R.K., Kaplansky, A., and Durnova, G. (2005) The hindlimb unloading rat model: literature overview, technique update and comparison with space flight data, Adv. Space Biol. Med., 10, 7–40.

28. Petrov, A.M., Kravtsova, V.V., Matchkov, V.V., Vasiliev, A.N., Zefirov, A.L., Chibalin, A.V., Heiny, J.A., and Krivoi, I.I. (2017) Membrane lipid rafts are disturbed in the response of rat skeletal muscle to short-term disuse, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 312, C627–C637, doi: 10.1152/ajpcell.00365.2016.

29. Kuntzweiler, T.A., Arguello, J.M., and Lingrel, J.B. (1996) Asp804 and Asp808 in the transmembrane domain of the Na,K-ATPase α subunit are cation coordinating residues, J. Biol. Chem., 271, 29682–29687, doi: 10.1074/jbc.271.47.29682.

30. Reines, A., Peaa, C., and Rodriguez de Lores Arnaiz, G. (2000) Kinetics of Na+, K+-ATPase inhibition by an endogenous modulator (II-A), Neurochem. Res., 25, 121–127.

31. Matyushkin, D.P., Krivoi, I.I., and Drabkina, T.M. (1995) Synaptic feed-backs mediated by potassium ions, Gen. Physiol. Biophys., 14, 369–381.

32. Tverskoi, A.M., Sidorenko, S.V., Klimanova, E.A., Akimova, O.A., Smolyaninova, L.V., Lopina, O.D., and Orlov, S.N. (2016) Effects of ouabain on proliferation of human endothelial cells correlate with Na+,K+-ATPase activity and intracellular ratio of Na+ and K+, Biochemistry (Moscow), 81, 876–883, doi: 10.1134/S0006297916080083.

33. Kotova, O., Al-Khalili, L., Talia, S., Hooke, C., Fedorova, O.V., Bagrov, A.Y., and Chibalin, A.V. (2006) Cardiotonic steroids stimulate glycogen synthesis in human skeletal muscle cells via a Src- and ERK1/2-dependent mechanism, J. Biol. Chem., 281, 20085–20094, doi: 10.1074/jbc.M601577200.

34. Cherniavsky-Lev, M., Golani, O., Karlish, S.J., and Garty, H. (2014) Ouabain-induced internalization and lysosomal degradation of the Na+/K+-ATPase, J. Biol. Chem., 289, 1049–1059, doi: 10.1074/jbc.M113.517003.

35. Orlov, S.N., Klimanova, E.A., Tverskoi, A.M., Vladychenskaya, E.A., Smolyaninova, L.V., and Lopina, O.D. (2017) Nai + ,Ki + -dependent and -independent signaling triggered by cardiotonic steroids: facts and artifacts, Molecules, 22, 635, doi: 10.3390/molecules22040635.

36. Cornelius, F., and Mahmmoud, Y.A. (2009) Interaction between cardiotonic steroids and Na,K-ATPase. Effects of pH and ouabain-induced changes in enzyme conformation, Biochemistry, 48. 10056–10065, doi: 10.1021/bi901212r.

37. Lopachev, A.V., Lopacheva, O.M., Nikiforova, K.A., Filimonov, I.S., Fedorova, T.N., and Akkuratov, E.E. (2018) Comparative action of cardiotonic steroids on intracellular processes in rat cortical neurons, Biochemistry (Moscow), 83, 140–151, doi: 10.1134/S0006297918020062.

38. Altamirano, F., Eltit, J.M., Robin, G., Linares, N., Ding, X., Pessah, I.N., Allen, P.D., and López, J.R. (2014) Ca2+ influx via the Na+/Ca2+ exchanger is enhanced in malignant hyperthermia skeletal muscle, J. Biol. Chemi., 289, 19180–19190, doi: 10.1074/jbc.M114.550764.

39. Vilchinskaya, N.A., Mirzoev, T.M., Lomonosova, Y.N., Kozlovskaya, I.B., and Shenkman, B.S. (2015) Human muscle signaling responses to 3-day head-out dry immersion, J. Musculoskelet. Neuronal Interact., 15, 286–293.

40. Ruegsegger, G.N., Sevage, J.A., Childs, T.E., Grigsby, K.B., and Booth, F.W. (2017) 5-Aminoimidazole-4-carboxamide ribonucleotide prevents fat gain following the cessation of voluntary physical activity, Exp. Physiol., 102, 1474–1485, doi: 10.1113/EP086335.

41. Kjobsted, R., Treebak, J.T., Fentz, J., Lantier, L., Viollet, B., Birk, J.B., Schjerling, P., Björnholm, M., Zierath, J.R., and Wojtaszewski, J.F. (2015) Prior AICAR stimulation increases insulin sensitivity in mouse skeletal muscle in an AMPK-dependent manner, Diabetes, 64, 2042–2055, doi: 10.2337/db14-1402.

42. Meley, D., Bauvy, C., Houben-Weerts, J.H., Dubbelhuis, P.F., Helmond, M.T., Codogno, P., and Meijer, A.J. (2006) AMP-activated protein kinase and the regulation of autophagic proteolysis, J. Biol. Chem., 281, 34870–34879.