Сравнение размеров и свойств наносфер комплекса цитохрома с с кардиолипином в осадке и в неполярной среде

1 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, факультет фундаментальной медицины, 119991 Москва, Россия; электронная почта: ura-vladimirov@yandex.ru

2 Институт кристаллографии им. А.В. Шубникова ФНИЦ «Кристаллография и фотоника» РАН, 119333 Москва, Россия

3 Институт регенеративной медицины, Первый московский государственный медицинский университет им. И.М. Сеченова Министерства здравоохранения Российской Федерации (Сеченовский университет), 119991 Москва, Россия

4 НИЦ Курчатовский институт, 123182 Москва, Россия

5 Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова Министерства здравоохранения Российской Федерации, 117997 Москва, Россия

Поступила в редакцию 20.02.2019
После доработки 28.03.2019
Принята к публикации 12.04.2019

DOI: 10.1134/S0320972519080098

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: апоптоз, цитохром c, кардиолипин, комплекс Цит-КЛ, гидрофобная среда, динамическое светорассеяние, малоугловое рентгеновское рассеяние, расплавленная глобула.

Аннотация

Апоптоз, главный вид программируемой смерти клеток, играет важную роль в обновлении клеток нашего организма и удалении неполноценных или переродившихся клеток, в том числе и раковых. Одно из самых ранних событий апоптоза — это липидная пероксидация во внутренней митохондриальной мембране, которая катализируется комплексом цитохрома c (ЦитС) с митохондриальным фосфолипидом — кардиолипином (КЛ). Ранее было получено, что при смешивании растворов ЦитС и КЛ образуются наносферы комплекса цитохрома с с кардиолипином (наносферы Цит-КЛ), имеющие диаметр 11–12 нм, которые состоят из расплавленной молекулы белка и монослоя КЛ. Методами динамического светорассеяния раствора Цит-КЛ в хлороформе и малоуглового рассеяния рентгеновских лучей в осадке Цит-КЛ показано, что в обоих случаях Цит-КЛ образует наносферы диаметром 8 и 11 нм, что соответствует ранее полученным соотношениям липид/белок, соответственно 13–14 и 35–50. Эти результаты показали, что наносферы Цит-КЛ образуются не только при кристаллизации комплекса, но и в гидрофобной среде. Цитохром с в комплексе имеет структуру расплавленной глобулы, о чем свидетельствовало появление флуоресценции триптофанового и тирозиновых остатков, отсутствующей в нативном белке из-за фёрстеровского резонансного переноса энергии электронного возбуждения на гем. Известно также, что в комплексе Цит-КЛ разрывается координационная связь гемового железа с серой метионина-80 (исчезает полоса поглощения ~700 нм). Также происходил разрыв железосерной связи в ЦитС при помещении его в водно-метанольный (1/1 по объему) раствор. Эти изменения были обратимыми, что подтверждает вывод об изменении конформации белка в метанольных растворах по типу расплавленной глобулы.

Текст статьи

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант 17-74-10248), а также с использованием оборудования Центра коллективного пользования ФНИЦ Кристаллография и фотоника РАН и при частичной поддержке Министерства науки и высшего образования в рамках выполнения работ по Государственному заданию ФНИЦ Кристаллография и фотоника РАН в части программного обеспечения анализа данных малоуглового рассеяния, а также проекта ESRF BAG MX-2079 в части измерений малоуглового рассеяния на станции BioSAXS BM29.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с использованием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

1. Ouyang, L., Shi, Z., Zhao, S., Wang, F.T., Zhou, T.T., Liu, B., and Bao, J.K. (2012) Programmed cell death pathways in cancer: a review of apoptosis, autophagy and programmed necrosis, Cell Prolif., 45, 487–498, doi: 10.1111/j.1365-2184.2012.00845.x.

2. Saleem, M., Asif, J., Asif, M., and Saleem, U. (2018) Amygdalin, from apricot kernels, induces apoptosis and causes cell cycle arrest in cancer cells: an updated review, Anticancer Agents Med. Chem., 18, 1650–1655, doi: 10.2174/1871520618666180105161136.

3. Kagan, V.E., Borisenko, G.G., Tyurina, Y.Y., Tyurin, V.A., Jiang, J., Potapovich, A.I., Kini, V., Amoscato, A.A., and Fujii, Y. (2004) Oxidative lipidomics of apoptosis: redox catalytic interactions of cytochrome c with cardiolipin and phosphatidylserine, Free Radic. Biol. Med., 37, 1963–1985, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2004.08.016.

4. Kagan, V.E., Tyurin, V.A., Jiang, J., Tyurina, Y.Y., Ritov, V.B., Amoscato, A.A., Osipov, A.N., Belikova, N.A., Kapralov, A.A., and Kini, V. (2005) Cytochrome c acts as a cardiolipin oxygenase required for release of proapoptotic factors, Nature Chem. Biol., 1, 223–232, doi: 10.1038/nchembio727.

5. Kagan, V.E., Bayir, A., Bayir, H., Stoyanovsky, D., Borisenko, G.G., Tyurina, Y.Y., Wipf, P., Atkinson, J., Greenberger, J.S., Chapkin, R.S., and Belikova, N.A. (2009) Mitochondria-targeted disruptors and inhibitors of cytochrome c/cardiolipin peroxidase complexes: a new strategy in anti-apoptotic drug discovery, Mol. Nutr. Food Res., 53, 104–114, doi: 10.1002/mnfr.200700402.

6. Brown, L.R., and Wuthrich, K. (1977) NMR and ESR studies of the interactions of cytochrome c with mixed cardiolipin-phosphatidylcholine vesicles, Biochim. Biophys. Acta, 468, 389–410, doi: 10.1016/0005-2736(77)90290-5.

7. Sinibaldi, F., Howes, B.D., Piro, M.C., Polticelli, F., Bombelli, C., Ferri, T., Coletta, M., Smulevich, G., and Santucci, R. (2010) Extended cardiolipin anchorage to cytochrome c: a model for protein-mitochondrial membrane binding, J. Biol. Inorg. Chem., 15, 689–700, doi: 10.1007/s00775-010-0636-z.

8. Mandal, A., Hoop, C.L., DeLucia, M., Kodali, R., Kagan, V.E., Ahn, J., and van der Wel, P.C. (2015) Structural changes and proapoptotic peroxidase activity of cardiolipin-bound mitochondrial cytochrome c, Biophys. J., 109, 1873–1884, doi: 10.1016/j.bpj.2015.09.016.

9. Hanske, J., Toffey, JR., Morenz, A.M., Bonilla, A.J., Schiavoni, K.H., and Pletneva, E.V. (2012) Conformational properties of cardiolipin-bound cytochrome c, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 125–130, doi: 10.1073/pnas.1112312108.

10. Kagan, V.E., Bayir, H.A., Belikova, N.A., Kapralov, O., Tyurina, Y.Y., Tyurin, V.A., Jiang, J., Stoyanovsky, D.A., Wipf, P., Kochanek, P.M., Greenberger, J.S., Pitt, B., Shvedova, A.A., and Borisenko, G. (2009) Cytochrome c/cardiolipin relations in mitochondria: a kiss of death, Free Radic. Biol. Med., 46, 1439–1453, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2009.03.004.

11. Vladimirov, Y.A., Proskurnina, E.V., and Alekseev, A.V. (2013) Molecular mechanisms of apoptosis. Structure of cytochrome c–cardiolipin complex, Biochemistry (Moscow), 78, 1086–1097, doi: 10.1134/S0006297913100027.

12. Jemmerson, R., Liu, J., Hausauer, D., Lam, K.P., Mondino, A., and Nelson, R.D. (1999) A conformational change in cytochrome c of apoptotic and necrotic cells is detected by monoclonal antibody binding and mimicked by association of the native antigen with synthetic phospholipid vesicles, Biochemistry, 38, 3599–3609, doi: 10.1021/bi9809268.

13. Tuominen, E.K., Zhu, K., Wallace, C.J., Clark-Lewis, I., Craig, D.B., Rytomaa, M., and Kinnunen, P.K. (2001) ATP induces a conformational change in lipid-bound cytochrome c, J. Biol. Chem., 276, 19356–19362, doi: 10.1074/jbc.M100853200.

14. Balakrishnan, G., Hu, Y., Oyerinde, O.F., Su, J., Groves, J.T., and Spiro, T.G. (2007) A conformational switch to beta-sheet structure in cytochrome c leads to heme exposure. Implications for cardiolipin peroxidation and apoptosis, J. Am. Chem. Soc., 129, 504–505, doi: 10.1021/ja0678727.

15. Hong, Y., Muenzner, J., Grimm, S.K., and Pletneva, E.V. (2012) Origin of the conformational heterogeneity of cardiolipin-bound cytochrome c, J. Am. Chem. Soc., 134, 18713–18723, doi: 10.1021/ja307426k.

16. Vladimirov, Y.A., Nol’, Y.T., and Volkov, V.V. (2011) Protein–lipid nanoparticles that determine whether cells will live or die, Crystallogr. Rep., 56, 553–559, doi: 10.1134/S1063774511040250.

17. Kapralov, A.A., Yanamala, N., Tyurina, Y.Y., Castro, L., Samhan-Arias, A., Vladimirov, Y.A., Maeda, A., Weitz, A.A., Peterson, J., Mylnikov, D., Demicheli, V., Tortora, V., Klein-Seetharaman, J., Radi, R., and Kagan, V.E. (2011) Topography of tyrosine residues and their involvement in peroxidation of polyunsaturated cardiolipin in cytochrome c/cardiolipin peroxidase complexes, Biochim. Biophys. Acta, 1808, 2147–2155, doi: 10.1016/j.bbamem.2011.04.009.

18. Belikova, N.A., Vladimirov, Y.A., Osipov, A.N., Kapralov, A.A., Tyurin, V.A., Potapovich, M.V., Basova, L.V., Peterson, J., Kurnikov, I.V., and Kagan, V.E. (2006) Peroxidase activity and structural transitions of cytochrome c bound to cardiolipin-containing membranes, Biochemistry, 45, 4998–5009, doi: 10.1021/bi0525573.

19. Kapralov, A.A., Kurnikov, I.V., Vlasova, I.I., Belikova, N.A., Tyurin, V.A., Basova, L.V., Zhao, Q., Tyurina, Y.Y., Jiang, J., Bayir, H., Vladimirov, Y.A., and Kagan, V.E. (2007) The hierarchy of structural transitions induced in cytochrome c by anionic phospholipids determines its peroxidase activation and selective peroxidation during apoptosis in cells, Biochemistry, 46, 14232–14244, doi: 10.1021/bi701237b.

20. Proskurnina, E.V., Alekseev, A.V., Demin, E.M., Izmailov, D.Y., and Vladimirov, Y.A. (2013) Cyt-CL complex: Peroxidase activity and role in lipid peroxidation, FEBS J., 280, 264.

21. Vladimirov, G.K., Vikulina, A.S., Volodkin, D., and Vladimirov, Y.A. (2018) Structure of the complex of cytochrome c with cardiolipin in non-polar environment, Chem. Phys. Lipids, 214, 35–45, doi: 10.1016/j.chemphyslip.2018.05.007.

22. Konarev, P.V., Volkov, V.V., Sokolova, A.V., Koch, M.H.J., and Svergun, D.I. (2003) PRIMUS: a Windows PC-based system for small-angle scattering data analysis, J. Appl. Crystallogr., 36, 1277–1282, doi: 10.1107/S002188980301277923.

23. Folch, J., Lees, M., and Sloane Stanley, G.H. (1957) A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues, J. Biol. Chem., 226, 497–509.

24. Vikulina, A.S., Alekseev, A.V., Proskurnina, E.V., and Vladimirov, Y.A. (2015) The complex of cytochrome c with cardiolipin in non-polar environment, Biochemistry (Moscow), 80, 1298–1302, doi: 10.1134/S0006297915100107.

25. Ali, S., Farooqi, H., Prasad, R., Naime, M., Routray, I., Yadav, S., and Ahmad, F. (2010) Boron stabilizes peroxide mediated changes in the structure of heme proteins, Int. J. Biol. Macromol., 47, 109–115, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2010.05.013.

26. Kobayashi, H., Nagao, S., and Hirota, S. (2016) Characterization of the cytochrome c membrane-binding site using cardiolipin-containing bicelles with NMR, Angewandte Chem. Intern. Edition, 55, 14019–14022, doi: 10.1002/anie.201607419.

27. Проскурнина Е.В., Проскурнин М.А., Алексеев А.В., Галимова В.Р., Владимиров Ю.А. (2018) Определение состава комплекса цитохрома c с кардиолипином при помощи спектрофотометрии и термолинзовой спектрометрии, Технологии живых систем, 15, 27–33.

28. Sinibaldi, F., Howes, B.D., Droghetti, E., Polticelli, F., Piro, M.C., Di Pierro, D., Fiorucci, L., Coletta, M., Smulevich, G., and Santucci, R. (2013) Role of lysines in cytochrome c-cardiolipin interaction, Biochemistry, 52, 4578–4588, doi: 10.1021/bi400324c.

29. Kitt, J.P., Bryce, D.A., Minteer, S.D., and Harris, J.M. (2017) Raman spectroscopy reveals selective interactions of cytochrome c with cardiolipin that correlate with membrane permeability, J. Am. Chem. Soc., 139, 3851–3860, doi: 10.1021/jacs.7b00238.

30. Miyamoto, S., Nantes, I.L., Faria, P.A., Cunha, D., Ronsein, G.E., Medeiros, M.H., and Di Mascio, P. (2012) Cytochrome c-promoted cardiolipin oxidation generates singlet molecular oxygen, Photochem. Photobiol. Sci., 11, 1536–1546, doi: 10.1039/c2pp25119a.