БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 4, с. 520–531

УДК 577.212.3

Обнаружение микроРНК у Batrachuperus yenyuanensis с помощью метода глубокого секвенирования и предсказание их вероятных генов-мишеней*,**

© 2019 Y. Huang 1***, J. Xiong 1 ***, P.B. Brown 2, X. Sun 1

1 College of Animal Science and Technology, Henan University of Science and Technology, Luoyang, 471023, China; E-mail: huangyong1979111@126.com; xjlpanda@126.com

2 Department of Forestry and Natural Resources, Purdue University, West Lafayette, 47907, Indiana, USA

Поступила в редакцию 14.07.2018
После доработки 29.10.2018
Принята к публикации 29.10.2018

DOI: 10.1134/S0320972519040055

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: Batrachuperus yenyuanensis, микроРНК, глубокое секвенирование, семенник, количественная ОТ-ПЦР «стебель-петля» (stem-loop qRT-PCR).

Аннотация

МикроРНК (miRNAs) образуют семейство одноцепочечных некодирующих молекул РНК, образованных ~22 нуклеотидами каждая, которые рассматриваются как ключевые пост-транскрипционные регуляторы экспрессии генов, оказывающих большое влияние на различные биологические процессы в живых организмах. У животных были выявлены многочисленные микроРНК, однако лишь малое их количество было идентифицировано у видов углозубых (Hynobiidae). Поэтому целью настоящей работы была идентификация полного набора микроРНК у Batrachuperus yenyuanensis (Длиннохвостый углозуб), которая может способствовать значительному повышению уровня наших знаний о микроРНК земноводных. Была создана библиотека малых РНК из B. yenyuanensis, которая затем была подвергнута анализу с помощью метода глубокого секвенирования. В результате проведенного секвенирования, были получены 1 717 751 чистых ридов (прочтений), которые соответствовали 356-ти уже известных микроРНК и 80-ти новым. Кроме того, были подтверждены уровни экспрессии восьми отобранных случайным образом микроРНК B. yenyuanensis с помощью метода количественной ОТ-ПЦР «стебель–петля». Также, были предсказаны 13 972 возможные мишени для этих идентифицированных микроРНК, хотя физиологические функции для многих мишеней этих микроРНК остаются до сих пор не выясненными. Затем проведенный анализ онтологии генов (GO — Gene Ontology) и обогащения путей KEGG (Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes) позволили предположить, что эти предсказанные мишени вовлечены в большое многообразие физиологических функций у B. yenyuanensis. Полученные результаты предоставили полезную информацию для проведения дальнейших исследований микроРНК, которые вовлечены в процессы роста и развития представителей вида B. Yenyuanensis и способствуют их адаптации в сложной для проживания высокогорной местности.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Приложение к статье на английском языке опубликовано на сайте журнала «Biochemistry» (Moscow) и на сайте издательства Springer (Link.springer.com), том 84, вып. 4, 2019.

** Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM 18-202, 24.12.2018.

*** Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Выполнение настоящей работы проводилось при финансовой поддержке Фонда естественных наук Китая (31471971 и 31402263), Фонда естественных наук провинции Хенань (182300410087) и Фонда Комитета по образованию провинции Хенань (2015GGJS-054).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии у них конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Выполнение данной работы было одобрено комитетом по содержанию и уходу за животными колледжа изучения и разведения животных Хенаньского Университета Науки и Технологий, Хенань, Китай.

Список литературы

1. Alwin Prem Anand, A., Huber, C., Asnet Mary, J., Gallus, N., Leucht, C., Klafke, R., Hirt, B., and Wizenmann, A. (2018) Expression and function of microRNA-9 in the mid-hindbrain area of embryonic chick, BMC Dev. Biol., 18, 3, doi: 10.1186/s12861-017-0159-8.

2. Sun, K., and Lai, E.C. (2013) Adult-specific functions of animal microRNAs, Nat. Rev. Genet., 14, 535–548, doi: 10.1038/nrg3471.

3. Warf, M.B., Johnson, W.E., and Bass, B.L. (2011) Improved annotation of C. elegans microRNAs by deep sequencing reveals structures associated with processing by Drosha and Dicer, RNA, 17, 563–577, doi: 10.1261/rna.2432311.

4. Seitz, H., Tushir, J.S., and Zamore, P.D. (2011) A 5′-uridine amplifies miRNA/miRNA* asymmetry in Drosophila by promoting RNA-induced silencing complex formation, Silence, 2, 4, doi: 10.1186/1758-907X-2-4.

5. Cambronne, X.A., Shen, R., Auer, P.L., and Goodman, R.H. (2012) Capturing microRNA targets using an RNA-induced silencing complex (RISC)-trap approach, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 20473–20478, doi: 10.1073/pnas.1218887109.

6. Ota, H., Sakurai, M., Gupta, R., Valente, L., Wulff, B.E., Ariyoshi, K., Iizasa, H., Davuluri, R.V., and Nishikura, K. (2013) ADAR1 forms a complex with Dicer to promote microRNA processing and RNA-induced gene silencing, Cell, 153, 575–589, doi: 10.1016/j.cell.2013.03.024.

7. Luo, J., Wang, Y., Yuan, J., Zhao, Z., and Lu, J. (2018) MicroRNA duplication accelerates the recruitment of new targets during vertebrate evolution, RNA, 24, 787–802, doi: 10.1261/rna.062752.117.

8. Krek, A., Grun, D., Poy, M.N., Wolf, R., Rosenberg, L., Epstein, E.J., MacMenamin, P., da Piedade, I., Gunsalus, K.C., Stoffel, M., and Rajewsky, N. (2005) Combinatorial microRNA target predictions, Nat. Genet., 37, 495–500.

9. Ameres, S.L., and Zamore, P.D. (2013) Diversifying microRNA sequence and function, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 14, 475–488, doi: 10.1038/nrm3611.

10. Maltby, S., Plank, M., Tay, H.L., Collison, A., and Foster, P.S. (2016) Targeting microRNA function in respiratory diseases: mini-review, Front. Physiol., 7, 21, doi: 10.3389/fphys.2016.00021.

11. Clark, E.A., Kalomoiris, S., Nolta, J.A., and Fierro, F.A. (2014) Concise review: microRNA function in multipotent mesenchymal stromal cells, Stem Cells, 32, 1074–1082.

12. Huang, Y., Shen, X.J., Zou, Q., Wang, S.P., Tang, S.M., and Zhang, G.Z. (2011) Biological functions of microRNAs: a review, J. Physiol. Biochem., 67, 129–139, doi: 10.1007/s13105-010-0050-6.

13. Fu, J., and Zeng, X. (2008) How many species are in the genus Batrachuperus? A phylogeographical analysis of the stream salamanders (family Hynobiidae) from southwestern China, Mol. Ecol., 17, 1469–1488.

14. Lu, B., Zheng, Y., Murphy, R.W., and Zeng, X. (2012) Coalescence patterns of endemic Tibetan species of stream salamanders (Hynobiidae: Batrachuperus), Mol. Ecol., 21, 3308–3324, doi: 10.1111/j.1365-294X.2012.05606.

15. Huang, Z.S., Yu, F.L., Gong, H.S., Song, Y.L., Zeng, Z.G., and Zhang, Q. (2017) Phylogeographical structure and demographic expansion in the endemic alpine stream salamander (Hynobiidae: Batrachuperus) of the Qinling Mountains, Sci. Rep., 7, 1871, doi: 10.1038/s41598-017-01799-w.

16. Jiang, J.P., Jia, J., Zhang, M., and Gao, K.Q. (2018) Osteology of Batrachuperus londongensis (Urodela, Hynobiidae): study of bony anatomy of a facultatively neotenic salamander from Mount Emei, Sichuan Province, China, PeerJ, 6, e4517, doi: 10.7717/peerj.4517.

17. Che, R., Sun, Y., Wang, R., and Xu, T. (2014) Transcriptomic analysis of endangered Chinese salamander: identification of immune, sex and reproduction-related genes and genetic markers, PLoS One, 9, e87940, doi: 10.1371/journal.pone.0087940.

18. Huang, Y., Gong, W., Ren, H., Xiong, J., Gao, X., and Sun, X. (2017) Identification of the conserved and novel microRNAs by deep sequencing and prediction of their targets in Topmouth culter, Gene, 626, 298–304, doi: 10.1016/j.gene.2017.05.052.

19. Sui, W., Liu, F., Chen, J., Ou, M., and Dai, Y. (2014) Evaluating a particular circulating microRNA species from an SLE patient using stem-loop qRT-PCR, Methods Mol. Biol., 1134, 201–209.

20. Ju, Z., Jiang, Q., Liu, G., Wang, X., Luo, G., Zhang, Y., Zhang, J., Zhong, J., and Huang, J. (2018) Solexa sequencing and custom microRNA chip reveal repertoire of microRNAs in mammary gland of bovine suffering from natural infectious mastitis, Anim. Genet., 49, 3–18, doi: 10.1111/age.12628.

21. Meng, Y., Tian, H., Hu, Q., Liang, H., Zeng, L., and Xiao, H. (2018) MicroRNA repertoire and comparative analysis of Andrias davidianus infected with ranavirus using deep sequencing, Dev. Comp. Immunol., 85, 108–114, doi: 10.1016/j.dci.2018.04.002.

22. Feng, X., Zhou, X., Zhou, S., Wang, J., and Hu, W. (2018) Analysis of microRNA profile of Anopheles sinensis by deep sequencing and bioinformatic approaches, Parasit. Vectors, 11, 172, doi: 10.1186/s13071-018-2734-7.

23. Chen, X., Li, Q., Wang, J., Guo, X., Jiang, X., Ren, Z., Weng, C., Sun, G., Wang, X., Liu, Y., Ma, L., Chen, J.Y., Zen, K., Zhang, J., and Zhang, C.Y. (2009) Identification and characterization of novel amphioxus microRNAs by Solexa sequencing, Genome Biol., 10, R78, doi: 10.1186/gb-2009-10-7-r78.

24. Cowled, C., Stewart, C.R., Likic, V.A., Friedlander, M.R., Tachedjian, M., Jenkins, K.A., Tizard, M.L., Cottee, P., Marsh, G.A., Zhou, P., Baker, M.L., Bean, A.G., and Wang, L.F. (2014) Characterisation of novel microRNAs in the Black flying fox (Pteropus alecto) by deep sequencing, BMC Genomics, 15, 682, doi: 10.1186/1471-2164-15-682.

25. Gao, Z.H., Wei, J.H., Yang, Y., Zhang, Z., Xiong, H.Y., and Zhao, W.T. (2012) Identification of conserved and novel microRNAs in Aquilaria sinensis based on small RNA sequencing and transcriptome sequence data, Gene, 505, 167–175 doi: 10.1016/j.gene.2012.03.072.

26. Ro, S., Song, R., Park, C., Zheng, H., Sanders, K.M., and Yan, W. (2007) Cloning and expression profiling of small RNAs expressed in the mouse ovary, RNA, 13, 2366–2380.

27. Michalak, P., and Malone, J.H. (2008) Testis-derived microRNA profiles of African clawed frogs (Xenopus) and their sterile hybrids, Genomics, 91, 158–164.

28. Bannister, S.C., Tizard, M.L., Doran, T.J., Sinclair, A.H., and Smith, C.A. (2009) Sexually dimorphic microRNA expression during chicken embryonic gonadal development, Biol. Reprod., 81, 165–176, doi: 10.1095/biolreprod.108.074005.

29. Mueller, A.C., Sun, D., and Dutta, A. (2013) The miR-99 family regulates the DNA damage response through its target SNF2H, Oncogene, 32, 1164–1172, doi: 10.1038/onc.2012.131.

30. Sun, J., Chen, Z., Tan, X., Zhou, F., Tan, F., Gao, Y., Sun, N., Xu, X., Shao, K., and He, J. (2013) MicroRNA-99a/100 promotes apoptosis by targeting mTOR in human esophageal squamous cell carcinoma, Med. Oncol., 30, 411, doi: 10.1007/s12032-012-0411-9.

31. Dey, B.K., Gagan, J., Yan, Z., and Dutta, A. (2012) MiR-26a is required for skeletal muscle differentiation and regeneration in mice, Genes Dev., 26, 2180–2191, doi: 10.1101/gad.198085.

32. Zhang, Y.F., Zhang, A.R., Zhang, B.C., Rao, Z.G., Gao, J.F., Lv, M.H., Wu, Y.Y., Wang, S.M., Wang, R.Q., and Fang, D.C. (2013) MiR-26a regulates cell cycle and anoikis of human esophageal adenocarcinoma cells through Rb1-E2F1 signaling pathway, Mol. Biol. Rep., 40, 1711–1720, doi: 10.1007/s11033-012-2222-7.

33. Bouhallier, F., Allioli, N., Lavial, F., Chalmel, F., Perrard, M.H., Durand, P., Samarut, J., Pain, B., and Rouault, J.P. (2010) Role of miR-34c microRNA in the late steps of spermatogenesis, RNA, 16, 720–731, doi: 10.1261/rna.1963810.

34. Niu, Z., Goodyear, S.M., Rao, S., Wu, X., Tobias, J.W., Avarbock, M.R., and Brinster, R.L. (2011) MicroRNA-21 regulates the self-renewal of mouse spermatogonial stem cells, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108, 12740–12745, doi: 10.1073/pnas.1109987108.

35. Si, M.L., Zhu, S., Wu, H., Lu, Z., Wu, F., and Mo, Y.Y. (2007) MiR-21-mediated tumor growth, Oncogene, 26, 2799–2803.

36. Liu, H., Cheng, L., Cao, D., and Zhang, H. (2018) Suppression of miR-21 expression inhibits cell proliferation and migration of liver cancer cells by targeting Phosphatase and Tensin Homolog (PTEN), Med. Sci. Monit., 24, 3571–3577, doi: 10.12659/MSM.907038.

37. Reinhart, B.J., Slack, F.J., Basson, M., Pasquinelli, A.E., Bettinger, J.C., Rougvie, A.E., Horvitz, H.R., and Ruvkun, G. (2000) The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans, Nature, 403, 901–906.

38. Tan, T.T., Chen, M., Harikrishna, J.A., Khairuddin, N., Mohd Shamsudin, M.I., Zhang, G., and Bhassu, S. (2013) Deep parallel sequencing reveals conserved and novel miRNAs in gill and hepatopancreas of giant freshwater prawn, Fish Shellfish Immunol., 35, 1061–1069, doi: 10.1016/j.fsi.2013.06.017.

39. Yakovlev, I.A., and Fossdal, C.G. (2017) In silico analysis of small RNAs suggest roles for novel and conserved miRNAs in the formation of epigenetic memory in somatic embryos of Norway spruce, Front. Physiol., 8, 674, doi: 10.3389/fphys.2017.00674.

40. Juan, L., Tong, H.L., Zhang, P., Guo, G., Wang, Z., Wen, X., Dong, Z., and Tian, Y.P. (2014) Identification and characterization of novel serum microRNA candidates from deep sequencing in cervical cancer patients, Sci. Rep., 4, 6277, doi: 10.1038/srep06277.

41. Jiang, P., Wu, H., Wang, W., Ma, W., Sun, X., and Lu, Z. (2007) MiPred: classification of real and pseudo microRNA precursors using random forest prediction model with combined features, Nucleic Acids Res., 35, W339–W344.

42. Huang, Y., Ren, H.T., Xiong, J.L., Gao, X.C., and Sun, X.H. (2017) Identification and characterization of known and novel microRNAs in three tissues of Chinese giant salamander base on deep sequencing approach, Genomics, 109, 258–264, doi: 10.1016/j.ygeno.2017.04.007.

43. Harding, J.L., Horswell, S., Heliot, C., Armisen, J., Zimmerman, L.B., Luscombe, N.M., Miska, E.A., and Hill, C.S. (2014) Small RNA profiling of Xenopus embryos reveals novel miRNAs and a new class of small RNAs derived from intronic transposable elements, Genome Res., 24, 96–106, doi: 10.1101/gr.144469.112.

44. Islam, M.T., Ferdous, A.S., Najnin, R.A., Sarker, S.K., and Khan, H. (2015) High-throughput sequencing reveals diverse sets of conserved, nonconserved, and species-specific miRNAs in jute, Int. J. Genomics, 2015, 125048, doi: 10.1155/2015/125048.

45. Zhang, J., Liu, Y., Zhang, X., Pan, J., Nie, Z., Zhang, W., Yu, W., Chen, J., Liu, L., Li, J., Zhang, Y., Guo, J., Wu, W., Zhu, H., and Lv, Z. (2013) The identification of microRNAs in the whitespotted bamboo shark (Chiloscyllium plagiosum) liver by Illumina sequencing, Gene, 527, 259–265, doi: 10.1016/j.gene.2013.06.012.

46. Huang, S., Cao, X., Tian, X., and Wang, W. (2016) High-throughput sequencing identifies microRNAs from posterior intestine of loach (Misgurnus anguillicaudatus) and their response to intestinal air-breathing inhibition, PLoS One, 11, e0149123, doi: 10.1371/journal.pone.0149123.

47. Andreassen, R., Worren, M.M., and Hoyheim, B. (2013) Discovery and characterization of miRNA genes in Atlantic salmon (Salmo salar) by use of a deep sequencing approach, BMC Genomics, 14, 482, doi: 10.1186/1471-2164-14-482.

48. Andreassen, R., Rangnes, F., Sivertsen, M., Chiang, M., Tran, M., and Worren, M.M. (2016) Discovery of miRNAs and their corresponding miRNA genes in Atlantic Cod (Gadus morhua): use of stable miRNAs as reference genes reveals subgroups of miRNAs that are highly expressed in particular organs, PLoS One, 11, e0153324, doi: 10.1371/journal.pone.0153324.

49. Bartel, D.P. (2004) MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function, Cell, 116, 281–297.

50. Hoss, A.G., Kartha, V.K., Dong, X., Latourelle, J.C., Dumitriu, A., Hadzi, T.C., Macdonald, M.E., Gusella, J.F., Akbarian, S., Chen, J.F., Weng, Z., and Myers, R.H. (2014) MicroRNAs located in the Hox gene clusters are implicated in Huntington’s disease pathogenesis, PLoS Genet., 10, e1004188, doi: 10.1371/journal.pgen.1004188.

51. Castellano, L., Rizzi, E., Krell, J., Di Cristina, M., Galizi, R., Mori, A., Tam, J., De Bellis, G., Stebbing, J., Crisanti, A., and Nolan, T. (2015) The germline of the malaria mosquito produces abundant miRNAs, endo-siRNAs, piRNAs and 29-nt small RNAs, BMC Genomics, 16, 100, doi: 10.1186/s12864-015-1257-2.

52. Xia, J.H., He, X.P., Bai, Z.Y., and Yue, G.H. (2011) Identification and characterization of 63 MicroRNAs in the Asian seabass Lates calcarifer, PLoS One, 6, e17537, doi: 10.1371/journal.pone.0017537.

53. Samad, A.F.A., Nazaruddin, N., Murad, A.M.A., Jani, J., Zainal, Z., and Ismail, I. (2018) Deep sequencing and in silico analysis of small RNA library reveals novel miRNA from leaf Persicaria minor transcriptome, 3 Biotech, 8, 136, doi: 10.1007/s13205-018-1164-8.

54. Alizadeh, E., Akbarzadeh, A., Eslaminejad, M. B., Barzegar, A., Hashemzadeh, S., Nejati-Koshki, K., and Zarghami, N. (2015) Up regulation of liver-enriched transcription factors HNF4a and HNF6 and liver-specific microRNA (miR-122) by inhibition of let-7b in mesenchymal stem cells, Chem. Biol. Drug Des., 85, 268–279, doi: 10.1111/cbdd.12398.

55. Ow, M.C., Martinez, N.J., Olsen, P.H., Silverman, H.S., Barrasa, M., Conradt, B., Walhout, A.J., and Ambros, V. (2008) The FLYWCH transcription factors FLH-1, FLH-2, and FLH-3 repress embryonic expression of microRNA genes in C. elegans, Genes Dev., 22, 2520–2534, doi: 10.1101/gad.1678808.

56. Su, S., Wang, Y., Wang, H., Huang, W., Chen, J., Xing, J., Xu, P., Yuan, X., Huang, C., and Zhou, Y. (2018) Comparative expression analysis identifies the respiratory transition-related miRNAs and their target genes in tissues of metamorphosing Chinese giant salamander (Andrias davidianus), BMC Genomics, 19, 406, doi: 10.1186/s12864-018-4662-5.