БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 3, с. 423–435

УДК 577.29

Платформа для исследования механизмов нейродегенерации с помощью генетически кодируемых биосенсоров

© 2019 Е.И. Устьянцева 1,2,3,4, С.П. Медведев 1,2,3,4, А.С. Ветчинова 5, Ю.М. Минина 1, С.Н. Иллариошкин 5, С.М. Закиян 1,2,3,4*

1 ФИЦ Институт цитологии и генетики СО РАН, 630090 Новосибирск, Россия; электронная почта: Zakian@bionet.nsc.ru

2 Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, 630090 Новосибирск, Россия

3 Национальный медицинский исследовательский центр им. акад. Е.Н. Мешалкина, Минздрава России, 630055 Новосибирск, Россия

4 Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, 630090 Новосибирск, Россия

5 Научный центр неврологии, 125367 Москва, Россия

Поступила в редакцию 14.10.2018
После доработки 11.11.2018
Принята к публикации 11.11.2018

DOI: 10.1134/S0320972519030126

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: индуцируемые плюрипотентные стволовые клетки, биосенсоры, CRISPR/Cas9.

Аннотация

Пациент-специфичные индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК) представляют собой перспективный источник для исследований патологических процессов и поиска методов их коррекции, поскольку они способны к направленной дифференцировке в клетки релевантного типа. Однако в настоящий момент не существует общепринятых стратегий использования клеточных линий в исследовании заболеваний. Генетически-кодируемые биосенсоры в режиме реального времени дают возможность регистрировать активность ферментов, сигналы от специфических молекул и метаболитов и выражать эти показатели количественно. Такой подход позволяет измерить вклад определенных молекул в развитие патологии. В представленной работе описан процесс разработки универсальной клеточной платформы, предназначенной для изучения отдельных патологических процессов, характерных для нейродегенерации при боковом амиотрофическом склерозе. Созданы конструкции, необходимые для встраивания в геном клеток генетически кодируемых биосенсоров, с помощью которых можно исследовать различные процессы: стресс эндоплазматического ретикулума (ЭПР), окислительный стресс, апоптоз и Ca2+-зависимую гипервозбудимость. Кроме того, получена пара трансгенных линий ИПСК: с мутацией в гене SOD1 и условно здоровая контрольная линия, которые несут встроенный трансактиватор для доксициклин-управляемой экспрессии трансгенов и могут быть использованы для встраивания большого количества различных биосенсорных конструкций за один шаг.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (№ 18-34-00440) в части получения и характеристики пациент-специфичных ИПСК, внесения трансгенов в локус AAVS1 и последующего анализа трансгенных линий, а также программы фундаментальных исследований Президиума РАН «Фундаментальные исследования для биомедицинских технологий» (проект № 0324-2018-0042) в части конструирования плазмид-доноров, кодирующих последовательности биосенсоров.

Благодарности

Исследования выполнены с использованием оборудования ЦКП «Центр генетических ресурсов лабораторных животных» ФИЦ ИЦиГ СО РАН, поддержанного Минобрнауки России (уникальный идентификатор проекта RFME-FI62117X0015).

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в исследовании с участием людей, соответствуют этическим стандартам Хельсинкской декларации 1964 года и ее последующим изменениям или сопоставимым нормам этики. От каждого из включенных в исследование участников было получено информированное добровольное согласие.

Список литературы

1. Takahashi, K., and Yamanaka, S. (2006) Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors, Cell, 126, 663–676, doi: 10.1016/j.cell.2006.07.024.

2. Yu, J., Vodyanik, M.A., Smuga-Otto, K., Antosiewicz-Bourget, J., Frane, J.L., Tian, S., Nie, J., Jonsdottir, G.A., Ruotti, V., Stewart, R., Slukvin, I.I., and Thomson J.A. (2007) Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells, Science, 318, 1917–1920, doi: 10.1126/science.1151526.

3. Wiethoff, S., Arber, C., Li, A., Wray, S., Houlden, H., and Patani, R. (2015) Using human induced pluripotent stem cells to model cerebellar disease: hope and hype, J. Neurogenet., 29, 95–102, doi: 10.3109/01677063.2015.1053478.

4. Ghaffari, L.T., Starr, A., Nelson, A.T., and Sattler, R. (2018) Representing diversity in the dish: using patient-derived in vitro models to recreate the heterogeneity of neurological disease, Front. Neurosci., 12, 1–18, doi: 10.3389/fnins.2018.00056.

5. Israel, M.A., Yuan, S.H., Bardy, C., Reyna, S.M., Mu, Y., Herrera, C., Hefferan, M.P., Van Gorp, S., Nazor, K.L., Boscolo, F.S., Carson, C.T., Laurent, L.C., Marsala, M., Gage, F.H., Remes, A.M., Koo, E.H., and Goldstein, L.S.B. (2012) Probing sporadic and familial Alzheimer’s disease using induced pluripotent stem cells, Nature, 482, 216–220, doi: 10.1038/nature10821.

6. Zou, J., Mali, P., Huang, X., Dowey, S.N., and Cheng, L. (2011) Site-specific gene correction of a point mutation in human iPS cells derived from an adult patient with sickle cell disease, Blood, 118, 4599–4608, doi: 10.1182/blood-2011-02-335554.

7. Ananiev, G., Williams, E.C., Li, H., and Chang, Q. (2011) Isogenic pairs of wild type and mutant induced pluripotent stem cell (iPSC) lines from Rett syndrome patients as in vitro disease model, PLoS One, 6, e25255, doi: 10.1371/journal.pone.0025255.

8. Dimos, J.T., Rodolfa, K.T., Niakan, K.K., Weisenthal, L.M., Mitsumoto, H., Chung, W., Croft, G.F., Saphier, G., Leibel, R., Goland, R., Wichterle, H., Henderson, C.E., and Eggan, K. (2008) Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons, Science, 321, 1218–1221, doi: 10.1126/science.1158799.

9. Alves, C.J., Dariolli, R., Jorge, F.M., Monteiro, M.R., Maximino, J.R., Martins, R.S., Strauss, B.E., Krieger, J.E., Callegaro, D., and Chadi, G. (2015) Gene expression profiling for human iPS-derived motor neurons from sporadic ALS patients reveals a strong association between mitochondrial functions and neurodegeneration, Front. Cell. Neurosci., 9, 289, doi: 10.3389/fncel.2015.00289.

10. Wijesekera, L.C., and Leigh, P.N. (2009) Amyotrophic lateral sclerosis, Orphanet J. Rare Dis., 4, 3, doi: 10.1186/1750-1172-4-3.

11. Brites, D., and Vaz, A.R. (2014) Microglia centered pathogenesis in ALS: insights in cell interconnectivity, Front. Cell. Neurosci., 8, 117, doi: 10.3389/fncel. 2014.00117.

12. Celeste, D.B., and Miller, M.S. (2018) Reviewing the evidence for viruses as environmental risk factors for ALS: a new perspective, Cytokine, 108, 173–178, doi: 10.1016/j.cyto.2018.04.010.

13. Oskarsson, B., Horton, D.K., and Mitsumoto, H. (2015) Potential environmental factors in amyotrophic lateral sclerosis, Neurol. Clin., 33, 877–888, doi: 10.1016/j.ncl.2015.07.009.

14. Ajroud-Driss, S., and Siddique, T. (2014) Sporadic and hereditary amyotrophic lateral sclerosis (ALS), Biochim. Biophys. Acta, 1852, 679–684, doi: 10.1016/j.bbadis. 2014.08.010.

15. Abel, O., Powell, J.F., Andersen, P.M., and Al-Chalabi, A. (2012) ALSoD: a user-friendly online bioinformatics tool for amyotrophic lateral sclerosis genetics, Hum. Mutat., 33, 1345–1351, doi: 10.1002/humu.22157.

16. Doi, H., Koyano, S., Suzuki, Y., Nukina, N., and Kuroiwa, Y. (2010) The RNA-binding protein FUS/TLS is a common aggregate-interacting protein in polyglutamine diseases, Neurosci. Res., 66, 131–133, doi: 10.1016/j.neures.2009.10.004.

17. Cortese, A., Plagnol, V., Brady, S., Simone, R., Lashley, T., Acevedo-Arozena, A., de Silva, R., Greensmith, L., Holton, J., Hanna, M.G., Fisher, E.M.C., and Fratta, P. (2014) Widespread RNA metabolism impairment in sporadic inclusion body myositis TDP43-proteinopathy, Neurobiol. Aging, 35, 1491–1498, doi: 10.1016/j.neurobiolaging.2013.12.029.

18. Watson, M.R., Lagow, R.D., Xu, K., Zhang, B., and Bonini, N.M. (2008) A Drosophila model for amyotrophic lateral sclerosis reveals motor neuron damage by human SOD1, J. Biol. Chem., 283, 24972–24981, doi: 10.1074/jbc.M804817200.

19. Sakowski, S.A., Lunn, J., Busta, A.S., Oh, S., Zamora-Berridi, G., Palmer, M., Rosenberg, A.A., Philip, S.G., Dowling, J.J., and Feldman, E.L. (2012) Neuromuscular effects of G93A-SOD1 expression in zebrafish, Mol. Neurodegener., 7, 44, doi: 10.1186/1750-1326-7-44.

20. Allen, S.P., Rajan, S., Duffy, L., Mortiboys, H., Higginbottom, A., Grierson, A.J., and Shaw, P.J. (2014) Superoxide dismutase 1 mutation in a cellular model of amyotrophic lateral sclerosis shifts energy generation from oxidative phosphorylation to glycolysis, Neurobiol. Aging, 35, 1499–1509, doi: 10.1016/j.neurobiolaging.2013.11.025.

21. Richardson, K., Allen, S.P., Mortiboys, H., Grierson, A.J., Wharton, S.B., Ince, P.G., Shaw, P.J., and Heath, P.R. (2013) The effect of SOD1 mutation on cellular bioenergetic profile and viability in response to oxidative stress and influence of mutation-type, PLoS One, 8, e68256, doi:10.1371/journal.pone.0068256.

22. Gutscher, M., Pauleau, A.-L., Marty, L., Brach, T., Wabnitz, G.H., Samstag, Y., Meyer, A.J., and Dick, T.P. (2008) Real-time imaging of the intracellular glutathione redox potential, Nat. Methods, 5, 553–559, doi: 10.1038/nmeth.1212.

23. Iwawaki, T., Akai, R., Kohno, K., and Miura, M. (2004) A transgenic mouse model for monitoring endoplasmic reticulum stress, Nat. Med., 10, 98–102, doi: 10.1038/nm970.

24. Schwarzlander, M., Dick, T.P., Meyer, A.J., and Morgan, B. (2016) Dissecting redox biology using fluorescent protein sensors, Antioxid. Redox Signal., 24, 680–712, doi: 10.1089/ars.2015.6266.

25. Esposito, S., Masala, A., Sanna, S., Rassu, M., Pimxayvong, V., Iaccarino, C., and Crosio, C. (2017) Redox-sensitive GFP to monitor oxidative stress in neurodegenerative diseases, Rev. Neurosci., 28, 133–144, doi: 10.1515/revneuro-2016-0041.

26. Morgan, B., Sobotta, M.C., and Dick, T.P. (2011) Measuring E(GSH) and H2O2 with roGFP2-based redox probes, Free Radic. Biol. Med., 51, 1943–1951, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2011.08.035.

27. Kaser, A., Lee, A.-H., Franke, A., Glickman, J.N., Zeissig, S., Tilg, H., Nieuwenhuis, E.E.S., Higgins, D.E., Schreiber, S., Glimcher, L.H., and Blumberg, R.S. (2008) XBP1 links ER stress to intestinal inflammation and confers genetic risk for human inflammatory bowel disease, Cell, 134, 743–756, doi: 10.1016/j.cell.2008.07.021.

28. Nishitoh, H., Kadowaki, H., Nagai, A., Maruyama, T., Yokota, T., Fukutomi, H., Noguchi, T., Matsuzawa, A., Takeda, K., and Ichijo, H. (2008) ALS-linked mutant SOD1 induces ER stress- and ASK1-dependent motor neuron death by targeting Derlin-1, Genes Dev., 22, 1451–1464, doi: 10.1101/gad.1640108.

29. Chen, T.-W., Wardill, T.J., Sun, Y., Pulver, S.R., Renninger, S.L., Baohan, A., Schreiter, E.R., Kerr, R.A., Orger, M.B., Jayaraman, V., Looger, L.L., Svoboda, K., and Kim, D.S. (2013) Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity, Nature, 499, 295–300, doi: 10.1038/nature12354.

30. Ran, F.A., Hsu, P.D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D.A., and Zhang, F. (2013). Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system, Nat. Protoc., 8, 2281–2308, doi: 10.1038/nprot.2013.143.

31. Soares, F.A.C., Pedersen, R.A., and Vallier, L. (2015) in Induced pluripotent stem (iPS) cells. Methods Mol. Biol. (Turksen, K., and Nagy, A. eds), Humana Press, N.Y., pp. 23–31, doi: 10.1007/7651_2015_202.

32. Okita, K., Yamakawa, T., Matsumura, Y., Sato, Y., Amano, N., Watanabe, A., Goshima, N., and Yamanaka, S. (2013) An efficient nonviral method to generate integration-free human-induced pluripotent stem cells from cord blood and peripheral blood cells, Stem Cells, 31, 458–466, doi: 10.1002/stem.1293.

33. Medvedev, S.P., Grigor’eva, E.V., Shevchenko, A.I., Malakhova, A.A., Dementyeva, E. V., Shilov, A.A., Pokushalov, E.A., Zaidman, A.M., Aleksandrova, M.A., Plotnikov, E.Y., Sukhikh, G.T., and Zakian, S.M. (2011) Human induced pluripotent stem cells derived from fetal neural stem cells successfully undergo directed differentiation into cartilage, Stem Cells Dev., 20, 1099–1112, doi: 10.1089/scd.2010.0249.

34. Minina, J.M., Borodin, P.M., Searle, J.B., Volobouev, V.T., and Zhdanova, N.S. (2007) Standard DAPI karyotype of the common shrew Sorex araneus L. (Soricidae, Eulipotyphla), Russ. J. Teriology, 6, 3–6, doi: 10.15298/rusjtheri-ol.6.1.02.

35. DeKelver, R.C., Choi, V.M., Moehle, E.A., Paschon, D.E., Hockemeyer, D., Meijsing, S.H., Sancak, Y., Cui, X., Steine, E.J., Miller, J.C., Tam, P., Bartsevich, V.V., Meng, X., Rupniewski, I., Gopalan, S.M., Sun, H.C., Pitz, K.J., Rock, J.M., Zhang, L., Davis, G.D., Rebar, E.J., Cheeseman, I.M., Yamamoto, K.R., Sabatini, D.M., Jaenisch, R., Gregory, P.D., and Urnov, F.D. (2010) Functional genomics, proteomics, and regulatory DNA analysis in isogenic settings using zinc finger nuclease-driven transgenesis into a safe harbor locus in the human genome, Genome Res., 20, 1133–1142, doi: 10.1101/gr.106773.110.

36. Papapetrou, E.P., and Schambach, A. (2016) Gene insertion into genomic safe harbors for human gene therapy, Mol. Ther. Am. Soc. Gene Cell Ther., 24, 678–684, doi: 10.1038/mt.2016.38.

37. Wadkin, L.E., Elliot, L.F., Neganova, I., Parker, N.G., Chichagova, V., Swan, G., Laude, A., Lako, M., and Shukurov, A. (2017) Dynamics of single human embryonic stem cells and their pairs: a quantitative analysis, Sci. Rep., 7, 570, doi: 10.1038/s41598-017-00648-0.

38. Gonzalez, F., Zhu, Z., Shi, Z.-D., Lelli, K., Verma, N., Li, Q.V., and Huangfu, D. (2014) An iCRISPR platform for rapid, multiplexable, and inducible genome editing in human pluripotent stem cells, Cell Stem Cell, 15, 215–226, doi: 10.1016/j.stem.2014.05.018.

39. Kleinstiver, B.P., Pattanayak, V., Prew, M.S., Tsai, S.Q., Nguyen, N.T., Zheng, Z., and Joung, J.K. (2016) High-fidelity CRISPR–Cas9 nucleases with no detectable genome-wide off-target effects, Nature, 529, 490–495, doi: 10.1038/nature16526.

40. Gutscher, M., Sobotta, M.C., Wabnitz, G.H., Ballikaya, S., Meyer, A.J., Samstag, Y., and Dick, T.P. (2009) Proximity-based protein thiol oxidation by H2O2-scavenging peroxidases, J. Biol. Chem., 284, 31532–31540, doi: 10.1074/jbc.M109.059246.