БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 1, с. 109–119
УДК 577.212.3
Неструктурные функции белка оболочки гордеивируса, выявляемые при инфекции растений химерным тобамовирусом*,**
1 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет, 119991 Москва, Россия; электронная почта: stmakarova@gmail.com
2 НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, 119991 Москва, Россия; электронная почта: kalinina@genebee.msu.ru
3 Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной биотехнологии, 127550 Москва, Россия; электронная почта: solovyev@belozersky.msu.ru
Поступила в редакцию 01.08.2018
После доработки 12.09.2018
Принята к публикации 12.09.2018
DOI: 10.1134/S0320972519010093
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: вирус растений, тобамовирус, гордеивирус, химерный вирус, белок оболочки, транспорт, симптомы инфекции.
Аннотация
Белки оболочки (+)РНК-содержащих вирусов растений являются многофункциональными белками, которые в дополнение к основной функции формирования капсида, участвуют в различных этапах вирусной инфекции. Например, белок оболочки (БО) тобамовирусов необходим для системного транспорта вируса в растении и определяет взаимодействия между вирусом и растением, влияя на спектр хозяев, инфекционность, патогенность и выраженность симптомов. Гордеивирусы, как и тобамовирусы, принадлежат к семейству Virgaviridae, имеют спиральные палочковидные вирионы, а их белки оболочки обладают сходной структурой. Однако для БО гордеивирусов «неструктурных» функций выявлено не было. В настоящей статье изучены возможные неструктурные функции БО гордеивируса штриховатой мозаики ячменя (ВШМЯ). С этой целью в геноме тобамовируса просветления жилок турнепса (ВПЖТ) ген собственного БО был заменен на ген БО ВШМЯ дикого типа или его мутантные варианты. Показано, что БО ВШМЯ может эффективно замещать БО ВПЖТ на всех этапах инфекционного цикла. Он способен комплементировать функцию БО тобамовируса в процессе дальнего транспорта химерного тобамовируса по растению, выполнять роль элиситора гиперчувствительного ответа и являться детерминантой патогенности, влияющей на симптомы вирусной инфекции. Химерный тобамовирус, кодирующий БО ВШМЯ с делецией С-концевого участка характеризовался повышенной инфекционностью и был способен распространяться по растению в форме атипичных вирионов (рибонуклеопротеидных комплексов).
Текст статьи
Сноски
* Первоначально английский вариант рукописи опубликован на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM18-223, 29.10.2018.
** Статья на английском языке опубликована в томе 83, вып. 12, 2018.
*** Адресат для корреспонденции.
Финансирование
Работа выполнена при финансовой поддержке РНФ (проект № 14-24-0007, создание генно-инженерных конструкций, заражение и экспериментальный анализ растений, анализ физико-химических характеристик вирусных белков). Работа А.Г. Соловьева поддержана РФФИ (грант № 15-04-03922, биоинформатический анализ).
Благодарности
Авторы благодарят Курчашову С.Ю. за помощь в подготовке срезов инфицированных листьев и Прусова А.Н. за содействие в получении электронных микрофотографий.
Вклад авторов
Калинина Н.О. и Макаров В.В. участвовали в планировании экспериментов, обсуждении результатов и написании статьи. Макарова С.С. получила генно-инженерные конструкции и выполнила все основные эксперименты на зараженных растениях. Махотенко А.В. и Хромов А.В. участвовали в постановке ПЦР-анализа в реальном времени. Соловьев А.Г. и Скурат Е.В. осуществили дизайн мутантных вариантов химерного вируса и принимали участие в обсуждении статьи.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Список литературы
1. Ni, P., and Kao, C.C. (2013) Non-encapsidation activities of the capsid proteins of positive-strand RNA viruses, Virology, 446, 123–132.
2. Weber, P.H., and Bujarski, J.J. (2015) Multiple functions of capsid proteins in (+) stranded RNA viruses during plant–virus interactions, Virus Res., 22, 140–149.
3. Makarov, V.V., and Kalinina, N.O. (2016) Structure and noncanonical activities of capsid proteins of helical plant viruses, Biochemistry (Moscow), 81, 1–18.
4. Solovyev, A.G., and Makarov, V.V. (2016) Helical capsids of plant viruses: architecture with structural lability, J. Gen. Virol., 97, 1739–1754.
5. Carrington, J.C., Kasschau, K.D., Mahajan, S.K., and Schaad, M.C. (1996) Cell-to-cell and long-distance transport of viruses in plants, Plant Cell, 8, 1669–1681.
6. Ryabov, E.V., Robinson, D.J., and Taliansky, M.E. (1999) A plant virus-encoded protein facilitates long-distance movement of heterologous viral RNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 1212–1217.
7. Bendahmane, M., Szecsi, J., Chen, I., Berg, R.H., and Beachy, R.N. (2002) Characterization of mutant tobacco mosaic virus capsid protein that interferes with virus cell-to-cell movement, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 3645–3650.
8. Asurmendi, S., Berg, R.H., Koo, J.C., and Beachy, R.N. (2004) Coat protein regulates formation of replication complexes during tobacco mosaic virus infection, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 1415–1420.
9. Saito, T., Yamanaka, K., and Okada, Y. (1990) Long distance movement and viral assembly of tobacco mosaic virus mutants, Virology, 176, 329–336.
10. Ding, S.W., Li, W.X., and Symons, R.H. (1995) A novel naturally occurring hybrid gene encoded by a plant RNA virus facilitates long distance virus movement, EMBO J., 14, 5762–5772.
11. Conti, G., Zavallo, D., Venturuzzi, A.L., Rodriguez, M.C., Crespi, M., and Asurmendi, S. (2017) TMV induces RNA decay pathways to modulate gene silencing and disease symptoms, Plant J., 89, 73–84.
12. Culver, J.N. (2002) Tobacco mosaic virus assembly and disassembly: determinants in pathogenicity and resistance, Annu. Rev. Phytopathol., 40, 287–308.
13. Taraporewala, Z.F., and Culver, J.N. (1997) Structural and functional conservation of the tobamovirus capsid protein elicitor active site, Mol. Plant Microbe Interact., 10, 597–604.
14. Huh, S.U., Choi, L.M., Lee, G.J., Kim, Y.J., and Paek, K.H. (2012) Capsicum annuum WRKY transcription factor d (CaWRKYd) regulates hypersensitive response and defense response upon tobacco mosaic viral infection, Plant Sci., 197, 50–58.
15. Gilardi, P., Garcia-Luque, I., and Serra, M.T. (2004) The coat protein of tobamovirus acts as elicitor of both L2 and L4 gene-mediated resistance in Capsicum, J. Gen. Virol., 85, 2077–2085.
16. Berzal-Herranz, A., de la Cruz, A., Tenllado, F., Diaz-Ruiz, J.R., Lopez, L., Sanz, A.I., Vaquero, C., Serra, M.T., and Garcia-Luque, I. (1995) The Capsicum L3 gene-mediated resistance against the tobamoviruses is elicited by the coat protein, Virology, 209, 498–505.
17. Conti, G., Rodriguez, M.C., Manacorda, C.A., and Asurmendi, S. (2012) Transgenic expression of tobacco mosaic virus capsid and movement proteins modulate plant basal defense and biotic stress responses in Nicotiana tabacum, Mol. Plant Microbe Interact., 10, 1370–1384.
18. Rodriguez, M., Conti, G., Zavallo, D., Manacorda, C., and Asurmendi, S. (2014) TMV Cg capsid protein stabilizes DELLA proteins and in turn negatively modulates salicylic acid-mediated defense pathway during Arabidopsis thaliana viral infection, BMC Plant Biol., 14, 210–216.
19. Jackson, A.O., Lim, H.S., Bragg, J., Ganesan, U., and Lee, M.Y. (2009) Hordeivirus replication, movement, and pathogenesis, Annu. Rev. Phytopathol., 47, 385–422.
20. Verchot-Lubicz, J., Torrance, L., Solovyev, A.G., Morozov, S.Y., Jackson, A.O., and Gilmer, D. (2010) Varied movement strategies employed by triple gene block-encoding viruses, Mol. Plant Microbe Interact., 23, 1231–1247.
21. Hipper, C., Brault, V., Ziegler-Graff, V., and Revers, F. (2013) Viral and cellular factors involved in Phloem transport of plant viruses, Front. Plant Sci., 4, 154.
22. Lee, M.Y., Yan, L., Gorter, F.A., Kim, B.Y., Cui, Y., Hu, Y., Yuan, C., Grindheim, J., Ganesan, U., Liu, Z., Han, C., Yu, J., Li, D., and Jackson, A.O. (2012) Brachypodium distachyon line Bd3-1 resistance is elicited by the barley stripe mosaic virus triple gene block 1 movement protein, J. Gen. Virol., 93, 2729–2739.
23. Clare, D.K., Pechnikova, E.V., Skurat, E.V., Makarov, V.V., Sokolova, O.S., Solovyev, A.G., and Orlova, E.V. (2015) Novel inter-subunit contacts in barley stripe mosaic virus revealed by cryo-electron microscopy, Structure, 23, 1815–1826.
24. Edward, S., and Reynolds, E.S. (1963) The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy, J. Cell Biol., 17, 208–212.
25. Makarov, V.V., Skurat, E.V., Semenyuk, P.I., Abashkin, D.A., Kalinina, N.O., Arutyunyan, A.M., Solovyev, A.G., and Dobrov, E.N. (2013) Structural lability of Barley stripe mosaic virus virions, PLoS One, 8, e60942.
26. Xue, B., Blocquel, D., Habchi, J., Uversky, A.V., Kurgan, L., Uversky, V.N., and Longhi, S. (2014) Structural disorder in viral proteins, Chem. Rev., 114, 6880–6911.
27. Daudi, A., and O’Brien, J. (2012) Detection of hydrogen peroxide by DAB staining in Arabidopsis leaves, Bio. Protoc., 2, e263.
28. Mehdy, M.C. (1994) Active oxygen species in plant defense against pathogens, Plant Physiol., 105, 467–472.
29. Conti, G., Rodriguez, M.C., Manacorda, C.A., and Asurmendi, S. (2012) Transgenic expression of tobacco mosaic virus capsid and movement proteins modulate plant basal defense and biotic stress responses in Nicotiana tabacum, Mol. Plant Microbe Interact., 10, 1370–1384.
30. Solovyev, A.G., and Savenkov, E.I. (2014) Factors involved in the systemic transport of plant RNA viruses: the emerging role of the nucleus, J. Exper. Bot., 65, 1689–1697.
31. Conti, G., Rodriguez, M.C., Venturuzzi, A.L., and Asurmendi, S. (2017) Modulation of host plant immunity by Tobamovirus proteins, Ann. Bot., 119, 737–747.
32. Culver, J.N., Stubbs, G., and Dawson, W.O. (1994) Structure-function relationship between tobacco mosaic virus coat protein and hypersensitivity in Nicotiana sylvestris, J. Mol. Biol., 242, 130–138.
33. Kurihara, Y., and Watanabe, Y.A (2004) TMV-Cg mutant with a truncated coat protein induces cell death resembling the hypersensitive response in Arabidopsis, Mol. Cells, 17, 334–339.
34. Li, M., Li, P., Song, R, and Xu, Z. (2010) An induced hypersensitive-like response limits expression of foreign peptides via a recombinant TMV-based vector in a susceptible tobacco, PLoS One, 5, e15087.
35. Rao, A.L., and Grantham, G.L. (1995) Biological significance of the seven amino-terminal basic residues of brome mosaic virus coat protein, Virology, 211, 42–52.
36. Kim, S.H., MacFarlane, S., Kalinina, N.O., Rakitina, D.V., Ryabov, E.V., Gillespie, T., Haupt, S., Brown, J.W., and Taliansky, M. (2007) Interaction of a plant virus-encoded protein with the major nucleolar protein fibrillarin is required for systemic virus infection, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 11115–11120.
37. Makarov, V.V., Makarova, S.S., Makhotenko, A.V., Obraztsova, E.A., and Kalinina, N.O. (2015) In vitro properties of hordeivirus TGB1 protein forming ribonucleoprotein complexes, J Gen. Virol., 96, 3422–3431.
38. Kiselyova, O.I., Yaminsky, I.V., Karger, E.M., Frolova, O.Y., Dorokhov, Y.L., and Atabekov, J.G. (2001) Visualization by atomic force microscopy of tobacco mosaic virus movement protein–RNA complexes formed in vitro, J. Gen. Virol., 82, 1503–1508.