БИОХИМИЯ, 2018, том 83, вып. 10, с. 1534–1549
УДК 576.315.42;576.32.36;57.012.5;57.088.3;577.344.3
Термодинамическое изучение взаимодействия антибиотика дистамицина А с хроматином в ядрах печени крысы в присутствии полиаминов
1 НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, Московский государственный университет им. Ломоносова, 119991 Москва, Россия; электронная почта: prusov@belozersky.msu.ru
2 ВНИИ сельскохозяйственной биотехнологии РАН, 127550 Москва, Россия
Поступила в редакцию 12.01.2018
После доработки 04.06.2018
DOI: 10.1134/S0320972518100081
КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: ядро, хроматин, дистамицин А, дифференциальная сканирующая калориметрия, изотермическое калориметрическое титрование, полиамины, торсионное напряжение ДНК.
Аннотация
Изучена термодинамика плавления изолированных ядер печени крысы с разной конденсацией хроматина, определяемой концентрацией полиаминов (ПА) и ионной силой раствора, а также влияние на нее антибиотика дистамицина А (ДМ). Профили дифференциальной сканирующей калориметрии (ДСК) изученных препаратов ядер содержат три пика, отражающих плавление трех основных доменов хроматина. Число пиков не зависело от степени конденсации, но ядра с более конденсированным хроматином имели более высокую тотальную энтальпию (ΔН). ДМ стабилизировал пики II и III, характеризующие плавление релаксированной и топологически напряженной ДНК, но дестабилизировал пик I, отражающий плавление гистонов сердцевины нуклеосом. В насыщающей концентрации (молярное соотношение ДМ/ДНК = 0,1) ДМ увеличивал Тпл пиков II и III на ~5 °С и уменьшал Тпл пика I на ~2,5 °С. Из зависимости ΔН пиков от концентрации ДМ установлено, что при малых степенях заполнения (ДМ/ДНК ≤0,03), когда ДМ взаимодействовал, преимущественно, с АТ-богатыми областями ДНК, энтальпия пика II уменьшалась параллельно с увеличением энтальпии III пика. Это предполагает индукцию ДМ структурного перехода в ядерном хроматине, связанного с возрастанием торсионного напряжения в ДНК. Прирост изменения свободной энергии в условиях насыщения равен изменению свободной энергии взаимодействия ДМ с ДНК. Однако прирост энтальпии плавления ядер с ДМ намного больше энтальпии титрования ядер ДМ. Это указывает на существенное увеличение силы взаимодействия между двумя цепями ДНК, в том числе, по-видимому, и за счет изменения торсионного напряжения ДНК в ядрах. Титрование ядер с возрастающей концентрацией ПА выявило уменьшение числа мест связывания ДМ и немонотонную зависимость вклада энтальпии и энтропии в свободную энергию связывания от содержания ПА. Высказано предположение, что наблюдаемые различия термодинамических параметров вызваны разной шириной малой бороздки ДНК ядерного хроматина, зависящей от концентрации ПА.
Текст статьи
Сноски
* Адресат для корреспонденции.
Благодарности
Авторы выражают благодарность В.Н. Орлову, П.И. Семенюку за помощь и полезные советы в ДСК и ИКТ экспериментах и В.Н. Мичуриной за техническую помощь.
Конфликт интересов
У авторов отсутствует конфликт интересов в финансовой и в какой-либо иной сфере.
Соблюдение этических норм
Все процедуры, выполненные в исследованиях с участием животных, соответствовали этическим стандартам института, где проводились исследования, и утвержденным правовым актам РФ и положениями Директивы 2010/63/EU Европейского Парламента и Совета Европейского Союза от 22 сентября 2010 г. по охране животных, используемых в научных целях (статья 27).
Список литературы
1. Jelesarov, I., and Bosshard, H.R. (1999) Isothermal titration calorimetry and differential scanning as complementary tools to investigate the energetics of biomolecular recognition, J. Mol. Recognit., 12, 3–18.
2. Weber, P.C., and Salemme, F.R. (2003) Applications of calorimetric methods to drug discovery and the study of protein interactions, Curr. Opin. Struct. Biol., 13, 115–121.
3. Almagor, M., and Cole, R.D. (1989) Differential scanning calorimetry of nuclei as a test for the effects of anticancer drugs on human chromatin, Cancer Res., 49, 5561–5566.
4. Aaronson, R.P., and Woo, E. (1981) Organization in the cell nucleus: divalent cations modulate the distribution of condensed and diffuse chromatin, J. Cell Biol., 90, 181–186.
5. Schnell, S., and Hancock, R. (2008) The intranuclear environment, Methods Mol. Biol., 463, 3–19.
6. Touchette, N.A., and Cole, R.D. (1985) Differential scanning calorimetry of nuclei reveals the loss of major structural features in chromatin by brief nuclease treatment, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 2642–2646.
7. Balbi, C., Abelmoschi, M.L., Gogioso, L., Parodi, S., Cavazza, B., and Patrone, E. (1989) Structural domains and conformational changes in nuclear chromatin: a quantitative thermodynamic approach by differential scanning calorimetry, Biochemistry, 28, 3220–3227.
8. Cavazza, B., Brizzolara, G., Lazzarini, G., Patrone, E., Piccardo, M., Barboro, P., Parodi, S., Pasini, A., and Balbi, C. (1991) Thermodynamics of condensation of nuclear chromatin a differential scanning calorimetry study of the salt-dependent structural transitions, Biochemistry, 30, 9060–9072.
9. Labarbe, R., Flock, S., Maus, C., and Houssier, C. (1996) Polyelectrolyte counterion condensation theory explains differential scanning calorimetry studies of salt-induced condensation of chicken erythrocyte chromatin, Biochemistry, 12, 3319–3327.
10. Almagor, M., and Cole, R.D. (1989) Changes in chromatin structure during the aging of cell cultures as revealed by differential scanning calorimetry, Biochemistry, 28, 5688–5686.
11. Almagor, M., and Cole, R.D. (1989) In physiological salt conditions the core proteins of the nucleosomes in large chromatin fragments denature at 73 °C and the DNA unstacks at 85 °C, J. Biol. Chem., 264, 6515–6519.
12. Touchette, N.A., and Cole, R.D. (1992) Effects of salt concentration and H1 histone removal on the DSC of nuclei, Biochemistry, 31, 1842–1849.
13. Miller-Fleming, L., Olin-Sandoval, V., Campbell, K., and Ralser, M. (2015) Remaining mysteries of molecular biology: the role of polyamines in the cell, J. Mol. Biol., 427, 3389–3406.
14. Visvanathan, A., Ahmed, K., Even-Faitelson, L., Lleres, D., Bazett-Jones D.P., and Lamond, A.I. (2013) Modulation of higher order chromatin conformation in mammalian cell nuclei can be mediated by polyamines and divalent cations, PLoS One, 8, e67689.
15. Burgoyne, L.A., Wagar, M.A., and Atkinson, M.R. (1970) Calcium-dependent priming of DNA synthesis in isolated rat liver nuclei, Biochem. Biophys. Res. Commun., 39, 254–259.
16. Nowotarski, S.L., Woster, P.M., and Casero, R.A. Jr. (2013) Polyamines and cancer: implications for chemotherapy and chemoprevention, Expert Rev. Mol. Med., 15, e3.
17. Nelson, S.M., Ferguson, L.R., and Denny, W.A. (2007) Non-covalent ligand/DNA interactions: minor groove binding agents, Mutat. Res., 623, 24–40.
18. Lah, J., and Vesnaver, G. (2000) Binding of distamycin A and netropsin to the 12mer DNA duplexes containing mixed AT·GC sequences with at most five or three successive AT base pairs, Biochemistry, 39, 9317–9326.
19. Majumber, P., and Dasgupta, D. (2011) Effect of DNA groove binder distamycin A upon chromatin structure, PLoS One, 6, e26486.
20. Marverti, G., Guaitoli, G., Ligabue, A., Frassineti, Ch., Monti, M.G., Lombardi, P., and Costi, M.P. (2012) Dystamycin A and derivatives as synergic drugs in cisplatin-sensitive and -resistant ovarian cancer cells, Amino Acids, 42, 641–653.
21. Prusov, A.N., Smirnova, T.A., Kurochkina, L.P., and Kolomijtseva, G.Y. (2010) Influence of distamycin, chromomycin, and UV-irradiation on extraction of histone H1 from rat liver nuclei by polyglutamic acid, Biochemistry (Moscow), 75, 1331–1341.
22. Gasser, S.M., Laroche, T., Falquet, J., Boy de la Tour, E., and Laemmli, U.K. (1986) Metaphase chromosome structure. Involvement of topoisomerase II, J. Mol. Biol., 188, 613–629.
23. Kas, E., Poljak, L., Adachi, Y., and Laemmli, U.K. (1993) A model for chromatin opening: stimulation of topoisomerase II and restriction enzyme cleavage of chromatin by distamycin, EMBO J., 12, 115–126.
24. Spirin, A.S. (1958) Spectrophotometric determination of total nucleic acids, Biokhimiia, 23, 656–662.
25. Schaffner, W., and Weismann, C. (1973) A rapid sensitive and specific method for the determination of protein in dilute solution. Analytic. Biochem., 56, 502–514.
26. Dasgupta, D., Parrack, S.K., and Sasikekharan, V. (1987) Interaction of synthetic analogues of distamycin with poly(dA-dT): role of the conjugated N-methylpyrrole system, Biochemistry, 26, 6381–6386.
27. Lepock, J.R., Frey, H.E., Heynen, M.L., Senisterra, G.A., and Warters, R.L. (2001) The nuclear matrix is a thermolabile cellular structure, Cell Stress Chaperones, 6, 136–147.
28. Tiktopulo, E.I., Privalov, P.L., Odintsova, T.I., Ermokhina, T.M., Krasheninnikov, I.A., Aviles, F.X., Cary, P.D., and Crane-Robinson, C. (1982) The central tryptic fragment of histones H1 and H5 is a fully compacted domain and is the only folded region in the polypeptide chain. A thermodynamic study, Eur. J. Biochem., 122, 327–331.
29. Любарев А.Е., Курганов Б.И. (2000) Изучение необратимой тепловой денатурации белков методом дифференциальной сканирующей калориметрии, Успехи биол. химии, 40, 43–84.
30. Kopka, M.L., Yoon, Ch., Goodsell, D., Pjura, Ph., and Dickerson, R.E. (1985) The molecular origin of DNA-drug specifity in netropsin and distamycin, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 1376–1380.
31. Van Dyke, M.W., Hertzberg, R.P., and Dervan, P.B. (1982) Map of distamycin, netropsin and actinomycin binding sites on heterogeneous DNA. DNA cleavage inhibition patterns with methidiumpropyl-EDTA•Fe(II), Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 5470–5474.
32. Rao, K.E., Dasgupta, D., and Sasisekharan, V. (1988) Interaction of synthetic analogues of distamycin and netropsin with nucleic acids. Does curvature of ligand play a role in distamycin-DNA interactions, Biochemistry, 27, 3018–3024.
33. Chaires, J.B. (1997) Energetics of drug–DNA interactions, Biopolymers, 44, 201–215.
34. Record, M.T., Anderson, C.F., and Lohman, T.M. (1978) Thermodynamic analysis of ion effects on the binding and conformational equilibria of proteins and nucleic acids: the roles of ion association or release, screening, and ion effects on water activity, Quart. Rev. Biophys., 11, 103–178.
35. Krylov, A.S., Grokhovsky, S.L., Zasedatelev, A.S., Zhuze, A.L., Gursky, G.V., and Gottikh, B.P. (1979) Quantitative estimation of the contribution of pyrrolcarboxamide groups of the antibiotic distamycin A into specificity of its binding to DNA AT pairs, Nucl. Acids Res., 6, 289–304.
36. Fagan, P., and Wemmer, D.E. (1992) Cooperative binding of distamycin-A to DNA in the 2–1 mode, J. Am. Chem. Soc., 114, 1080–1081.
37. Wemmer, D.E. (2000) Designed sequence-specific minor groove ligands, Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 29, 439–461.
38. Olsen, E.A., Louie, E.A., Drobny, G.P., and Sigurdsson, S.T. (2003) Determination of DNA minor groove width in distamycin–DNA complexes by solid-state NMR, Nucleic Acids Res., 31, 5084–5089.
39. Dattagupta, N., Hogan, M., and Crothers, D.M. (1980) Interaction of netropsin and distamycin with deoxyribonucleic acid: electric dichroism study, Biochemistry, 19, 5998–6005.
40. Fitzgerald, D.J., and Anderson, J.N. (1999) Selective nucleosome disruption by drugs that bind in the minor groove of DNA, J. Biol. Chem., 274, 27128–27138.
41. Brown, P.M., and Fox, K.R. (1996) Minor groove binding ligands alter the rotational positioning of DNA on nucleosome core particles, J. Mol. Biol., 262, 671–685.
42. Storl, K., Burckhardt, G., Lown, J.W., and Zimmer, C. (1993) Studies on the ability of minor groove binders to induce supercoiling in DNA, FEBS Lett., 334, 49–54.
43. Prusov, A.N., Kolomijtseva, G.Ya., and Smirnova, T.A. (2017) Differential scanning calorimetric study of antibiotic distamycin A binding with chromatin within isolated rat liver nuclei, Pharm. Biol., 55, 687–690.
44. Breslauer, K.J., Remeta, D.P., Chou, W.-Y., Ferrante, R., Curry, J., Zannczkowski, D., Snyder, J.G., and Marky, L.A. (1987) Enthalpy-entropy compensations in drug-DNA binding studies, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 8922–8926.
45. Majumber, P., Banerjee, A., Shandilya, J., Senapati, P., Chattejee, S., Kundu, T.K., and Dasgupta, D. (2013) Minor groove binder distamycin remodels chromatin but inhibits transcription, PLoS One, 8, e57693.
46. Cerofolini, L., Amatob, J., Borsia, V., Paganob, B., Randazzob, A., and Fragaic, M. (2015) Probing the interaction of distamycin A with S100в the unexpected ability of S100β to bind to DNA-binding ligands, J. Mol. Recognit., 28, 376–384.
47. Kas, E., Izaurralde, E., and Laemmli, U.K. (1989) Specific inhibition of DNA binding to nuclear scaffolds and histone H1 by distamycin. The role of oligo(dA) · oligo(dT) tracts, J. Mol. Biol., 210, 587–599.
48. Marx, K.A., Zhou,Y., and Kishawi, I. (2006) Evidence for long poly(dA) · poly(dT) tracts in D. discoideum DNA at high frequencies and their preferential avoidance of nucleosomal DNA core regions, J. Biomol. Struct. Dyn., 23, 429–446.
49. Waldron, T.T., and Murphy, K.P. (2003) Stabilization of proteins by ligand binding: application to drug screening and determination of unfolding energetics, Biochemistry, 42, 5058–5064.
50. Marky, L.A., Blumenfeld, K.S., and Breslauer, K.J. (1983) Calorimetric and spectroscopic investigation of drug-DNA interaction: I. The binding of netropsin to polyd(AT), Nucleic Acids Res., 11, 2857–2870.
51. Korolev, N., Lyubartsev, A.P., and Nordenskiold, L. (2010) Cation-induced polyelectrolyte-polyelectrolyte attraction in solutions of DNA and nucleosome core particles, Adv. Colloid Interface Sci., 158, 32–47.
52. Marquet, R., Colson, P., and Houssier, C. (1986) The condensation of chromatin and histone H1-depleted chromatin by spermine, J. Biomol. Struct. Dyn., 4, 205–218.
53. Deng, H., Bloomfield, V.A., Benevides, J.M., and Thomas, G.J. Jr. (2000) Structural basis of polyamine-DNA recognition: spermidine and spermine interactions with genomic B-DNAs of different GC content probed by Raman spectroscopy, Nucleic Acids Res., 28, 3379–3385.
54. Schmidt, N., and Behr, J.-P. (1991) Location of spermine and other polyamines on DNA as revealed by photoaffinity cleavage with polyaminobenzenediazonium salts, Biochemistry, 30, 4357–4361.
55. Kabir, A., and Kumar, G.S. (2013) Binding of the biogenic polyamines to deoxyribonucleic acids of varying base composition: base specificity and the associated energetics of the interaction, PLoS One, 8, e70510.
56. Marquet, R., and Houssier, C. (1988) Different binding modes of spermine to A–T and G–C base pair modulate the bending and stiffening of the DNA double helix, J. Biomol. Struct. Dyn., 6, 235–246.
57. Jen-Jacobson, L., Engler, L.E., and Jacobson, L.A. (2000) Structural and thermodynamic strategies for site-specific DNA binding proteins, Structure, 8, 1015–1023.