БИОХИМИЯ, 2024, том 89, вып. 2, с. preprint-08

УДК 612.66, 612.67, 577.24

Возраст-зависимые изменения продукции митохондриальных активных форм кислорода в скелетной мышце человека

© 2024 М.Ю. Высоких 1,2,3*mikhail.vyssokikh@gmail.com; mike@genebee.msu.ru, М.А. Виговский 4, В.В. Филиппов 4, Я.Р. Бородай 4, М.В. Марей 2, О.А. Григорьева 4, Т.Ф. Вепхвадзе 3, Н.С. Курочкина 3, Л.А. Манухова 2, А.Ю. Ефименко 4, Д.В. Попов 3, В.П. Скулачёв 1

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, 119992 Москва, Россия; электронная почта: mikhail.vyssokikh@gmail.com; mike@genebee.msu.ru

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова, 117997 Москва, Россия

Институт медико-биологических проблем РАН, 123007 Москва, Россия

Медицинский научно-образовательный центр Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова, 119192 Москва, Россия

Поступила в редакцию 12.12.2023
После доработки 30.01.2024
Принята к публикации 01.02.2024

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: старение, скелетная мышца, митохондрия, митохондриальные активные формы кислорода, гексокиназа.

Аннотация

Уменьшение массы мышц и их функциональных возможностей (сила, работоспособность и инсулиновая чувствительность) – это один из интегральных признаков старения. Одним из триггеров старения является увеличение продукции митохондриальных активных форм кислорода. В нашем исследовании впервые для скелетной мышцы человека изучались возраст-зависимые изменения продукции митохондриальных активных форм кислорода, ассоциированные со снижением доли связанной с митохондриями гексокиназы‑2. Для этого брали биопсию m. vastus lateralis у 10 молодых здоровых добровольцев и 70 пациентов (26–85 лет) с многолетним первичным артрозом коленного/тазобедренного сустава. Оказалось, что старение (сопоставление разных групп пациентов), в отличие от снижения двигательной активности/хронического воспаления (сопоставление молодых здоровых людей и молодых пациентов), вызывает выраженное увеличение продукции перекиси изолированными митохондриями. Это коррелировало с возраст-зависимым распределением гексокиназы‑2 между митохондриальной и цитозольной фракциями, снижением скорости сопряжённого дыхания выделенных митохондрий и дыхания при стимуляции глюкозой (субстратом гексокиназы). Обсуждается, что эти изменения могут быть вызваны возраст-зависимым снижением содержания кардиолипина – потенциального регулятора митохондриального микрокомпартмента, содержащего гексокиназу. Полученные результаты способствуют более глубокому пониманию возрастных патогенетических процессов в скелетных мышцах и открывают перспективы для поиска фармакологических/физиологических подходов к коррекции этих патологий.

Текст статьи

Пожалуйста, введите код, чтобы получить PDF файл с полным текстом статьи:

captcha

Сноски

* Адресат для корреспонденции.

Финансирование

Работа была поддержана грантом РНФ № 21-15-00405 (исследование со здоровыми добровольцами, эксперименты с дыханием митохондрий) и государственным заданием МНОЦ МГУ имени М.В. Ломоносова (исследование с пациентами, клинические и гистологические исследования).

Вклад авторов

М.Ю. Высоких, А.Ю. Ефименко, Д.В. Попов, В.П. Скулачёв – концепция и руководство работой; М.Ю. Высоких, М.А. Виговский, В.В. Филиппов, Я.Р. Бородай, М.В. Марей, О.А. Григорьева, Т.Ф. Вепхвадзе, Н.С. Курочкина, Л.А. Манухова – проведение экспериментов; М.Ю. Высоких, М.А. Виговский, А.Ю. Ефименко, Д.В. Попов, В.П. Скулачёв – обсуждение результатов исследования; М.Ю. Высоких, А.Ю. Ефименко, Д.В. Попов – написание текста; М.Ю. Высоких, А.Ю. Ефименко, Д.В. Попов – редактирование текста статьи.

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм

Все процедуры, выполненные в исследовании с участием людей, соответствуют этическим стандартам институционального и/или национального комитета по исследовательской этике и Хельсинкской декларации 1964 года и её последующим изменениям или сопоставимым нормам этики. От каждого из включённых в исследование участников было получено информированное добровольное согласие. Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием животных в качестве объектов.

Дополнительные материалы

Приложение

Список литературы

1. Harman, D. (1972) The biologic clock: the mitochondria? J. Am. Geriatr. Soc., 20, 145-147, doi: 10.1111/j.1532-5415.1972.tb00787.x.

2. Anderson, C. M., Hu, J., Barnes, R. M., Heidt, A. B., Cornelissen, I., and Black, B. L. (2015) Myocyte enhancer factor 2C function in skeletal muscle is required for normal growth and glucose metabolism in mice, Skelet. Muscle, 5, 7, doi: 10.1186/s13395-015-0031-0.

3. Hargreaves, M. (2004) Muscle glycogen and metabolic regulation, Proc. Nutr. Soc., 63, 217-220, doi: 10.1079/PNS2004344.

4. Fealy, C. E., Grevendonk, L., Hoeks, J., and Hesselink, M. K. C. (2021) Skeletal muscle mitochondrial network dynamics in metabolic disorders and aging, Trends Mol. Med., 27, 1033-1044, doi: 10.1016/j.molmed.2021.07.013.

5. Vogt, C., Yki-Jarvinen, H., Iozzo, P., Pipek, R., Pendergrass, M., Koval, J., Ardehali, H., Printz, R., Granner, D., Defronzo, R., and Mandarino, L. (1998) Effects of insulin on subcellular localization of hexokinase II in human skeletal muscle in vivo, J. Clin. Endocrinol. Metab., 83, 230-234, doi: 10.1210/jcem.83.1.4476.

6. Wilson, J. E. (2003) Isozymes of mammalian hexokinase: structure, subcellular localization and metabolic function, J. Exp. Biol., 206, 2049-2057, doi: 10.1242/jeb.00241.

7. Gots, R. E., Gorin, F. A., and Bessman, S. P. (1972) Kinetic enhancement of bound hexokinase activity by mitochondrial respiration, Biochem. Biophys. Res. Commun., 49, 1249-1255, doi: 10.1016/0006-291x(72)90602-x.

8. Sui, D., and Wilson, J. E. (1997) Structural determinants for the intracellular localization of the isozymes of mammalian hexokinase: intracellular localization of fusion constructs incorporating structural elements from the hexokinase isozymes and the green fluorescent protein, Arch. Biochem. Biophys., 345, 111-125, doi: 10.1006/abbi.1997.0241.

9. Brdiczka, D., Knoll, G., Riesinger, I., Weiler, U., Klug, G., Benz, R., and Krause, J. (1986) Microcompartmentation at the mitochondrial surface: its function in metabolic regulation, Adv. Exp. Med. Biol., 194, 55-69, doi: 10.1007/978-1-4684-5107-8_5.

10. Vyssokikh, M., and Brdiczka, D. (2004) VDAC and peripheral channelling complexes in health and disease, Mol. Cell Biochem., 256-257, 117-126, doi: 10.1023/b:mcbi.0000009863.69249.d9.

11. Cadenas, E., Boveris, A., Ragan, C. I., and Stoppani, A. O. (1977) Production of superoxide radicals and hydrogen peroxide by NADH-ubiquinone reductase and ubiquinol-cytochrome c reductase from beef-heart mitochondria, Arch. Biochem. Biophys., 180, 248-257, doi: 10.1016/0003-9861(77)90035-2.

12. Morse, P. T., Wan, J., Bell, J., Lee, I., Goebel, D. J., Malek, M. H., Sanderson, T. H., and Huttemann, M. (2022) Sometimes less is more: inhibitory infrared light during early reperfusion calms hyperactive mitochondria and suppresses reperfusion injury, Biochem. Soc. Trans., 50, 1377-1388, doi: 10.1042/BST20220446.

13. Korshunov, S. S., Skulachev, V. P., and Starkov, A. A. (1997) High protonic potential actuates a mechanism of production of reactive oxygen species in mitochondria, FEBS Lett., 416, 15-18, doi: 10.1016/s0014-5793(97)01159-9.

14. Da-Silva, W. S., Gomez-Puyou, A., de Gomez-Puyou, M. T., Moreno-Sanchez, R., De Felice, F. G., de Meis, L., Oliveira, M. F., and Galina, A. (2004) Mitochondrial bound hexokinase activity as a preventive antioxidant defense: steady-state ADP formation as a regulatory mechanism of membrane potential and reactive oxygen species generation in mitochondria, J. Biol. Chem., 279, 39846-39855, doi: 10.1074/jbc.M403835200.

15. Vyssokikh, M. Y., Holtze, S., Averina, O. A., Lyamzaev, K. G., Panteleeva, A. A., Marey, M. V., Zinovkin, R. A., Severin, F. F., Skulachev, M. V., Fasel, N., Hildebrandt, T. B., and Skulachev, V. P. (2020) Mild depolarization of the inner mitochondrial membrane is a crucial component of an anti-aging program, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 6491-6501, doi: 10.1073/pnas.1916414117.

16. Callahan, D. M., Miller, M. S., Sweeny, A. P., Tourville, T. W., Slauterbeck, J. R., Savage, P. D., Maugan, D. W., Ades, P. A., Beynnon, B. D., and Toth, M. J. (2014) Muscle disuse alters skeletal muscle contractile function at the molecular and cellular levels in older adult humans in a sex-specific manner, J. Physiol., 592, 4555-4573, doi: 10.1113/jphysiol.2014.279034.

17. Callahan, D. M., Tourville, T. W., Miller, M. S., Hackett, S. B., Sharma, H., Cruickshank, N. C., Slauterbeck, J. R., Savage, P. D., Ades, P. A., Maughan, D. W., Beynnon, B. D., and Toth, M. J. (2015) Chronic disuse and skeletal muscle structure in older adults: sex-specific differences and relationships to contractile function, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 308, C932-943, doi: 10.1152/ajpcell.00014.2015.

18. Miller, M. S., Callahan, D. M., Tourville, T. W., Slauterbeck, J. R., Kaplan, A., Fiske, B. R., Savage, P. D., Ades, P. A., Beynnon, B. D., and Toth, M. J. (2017) Moderate-intensity resistance exercise alters skeletal muscle molecular and cellular structure and function in inactive older adults with knee osteoarthritis, J. Appl. Physiol., 122, 775-787, doi: 10.1152/japplphysiol.00830.2016.

19. Suetta, C., Aagaard, P., Magnusson, S. P., Andersen, L. L., Sipila, S., Rosted, A., Jakobsen, A. K., Duus, B., and Kjaer, M. (2007) Muscle size, neuromuscular activation, and rapid force characteristics in elderly men and women: effects of unilateral long-term disuse due to hip-osteoarthritis, J. Appl. Physiol., 102, 942-948, doi: 10.1152/japplphysiol.00067.2006.

20. Ware, J., Jr., Kosinski, M., and Keller, S. D. (1996) A 12-Item Short-Form Health Survey: construction of scales and preliminary tests of reliability and validity, Med. Care, 34, 220-233, doi: 10.1097/00005650-199603000-00003.

21. Popov, D. V., Makhnovskii, P. A., Shagimardanova, E. I., Gazizova, G. R., Lysenko, E. A., Gusev, O. A., and Vinogradova, O. L. (2019) Contractile activity-specific transcriptome response to acute endurance exercise and training in human skeletal muscle, Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 316, E605-E614, doi: 10.1152/ajpendo.00449.2018.

22. Skulachev, V. P., Bogachev, A. V., and Kasparinsky, F. O. (2013) Comprehensive up-to-date treatment of molecular bioenergetic mechanisms, Principl. Bioenerg., doi: 10.1007/978-3-642-33430-6.

23. Gnaiger, E., Kuznetsov, A. V., Schneeberger, S., Seiler, R., Brandacher, G., Steurer, W., and Margreiter, R. (2000) Mitochondria in the cold, Life Cold, 431-442, doi: 10.1007/978-3-662-04162-8_45.

24. Zhou, M., Diwu, Z., Panchuk-Voloshina, N., and Haugland, R. P. (1997) A stable nonfluorescent derivative of resorufin for the fluorometric determination of trace hydrogen peroxide: applications in detecting the activity of phagocyte NADPH oxidase and other oxidases, Anal. Biochem., 253, 162-168, doi: 10.1006/abio.1997.2391.

25. Shabalina, I. G., Vyssokikh, M. Y., Gibanova, N., Csikasz, R. I., Edgar, D., Hallden-Waldemarson, A., Rozhdestvenskaya, Z., Bakeeva, L. E., Vays, V. B., Pustovidko, A. V., Skulachev, M. V., Cannon, B., Skulachev, V. P., and Nedergaard, J. (2017) Improved health-span and lifespan in mtDNA mutator mice treated with the mitochondrially targeted antioxidant SkQ1, Aging (Albany NY), 9, 315-339, doi: 10.18632/aging.101174.

26. Antonenko, Y. N., Avetisyan, A. V., Bakeeva, L. E., Chernyak, B. V., Chertkov, V. A., Domnina, L. V., Ivanova, O. Y., Izyumov, D. S., Khailova, L. S., Klishin, S. S., Korshunova, G. A., Lyamzaev, K. G., Muntyan, M. S., Nepryakhina, O. K., Pashkovskaya, A. A., Pletjushkina, O. Y., Pustovidko, A. V., Roginsky, V. A., Rokitskaya, T. I., Ruuge, E. K., et al. (2008) Mitochondria-targeted plastoquinone derivatives as tools to interrupt execution of the aging program. 1. Cationic plastoquinone derivatives: synthesis and in vitro studies, Biochemistry (Moscow), 73, 1273-1287, doi: 10.1134/s0006297908120018.

27. Shabalina, I. G., Vrbacky, M., Pecinova, A., Kalinovich, A. V., Drahota, Z., Houstek, J., Mracek, T., Cannon, B., and Nedergaard, J. (2014) ROS production in brown adipose tissue mitochondria: the question of UCP1-dependence, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 2017-2030, doi: 10.1016/j.bbabio.2014.04.005.

28. Scheer, W. D., Lehmann, H. P., and Beeler, M. F. (1978) An improved assay for hexokinase activity in human tissue homogenates, Anal. Biochem., 91, 451-463, doi: 10.1016/0003-2697(78)90531-6.

29. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, doi: 10.1038/227680a0.

30. Buscher, T., Luh, E., and Pette, D. (1964) Simple and Compound Optical Tests with Pyridine Nucleotides, in Hoppe-Seyler/Thierfelder, Handbook of Physiological and Pathological Chemical Analysis [in German], VI/A, 292-339.

31. Bligh, E. G., and Dyer, W. J. (1959) A rapid method of total lipid extraction and purification, Can. J. Biochem. Physiol., 37, 911-917, doi: 10.1139/o59-099.

32. Pinault, M., Guimaraes, C., Dumas, J., Servais, S., Chevalier, S., Besson, P., and Goupille, C. (2020) A 1D high performance thin layer chromatography method validated to quantify phospholipids including cardiolipin and monolysocardiolipin from biological samples, Eur. J. Lipid Sci. Technol., 122, doi: 10.1002/ejlt.201900240.

33. Kruszynska, Y. T., Mulford, M. I., Baloga, J., Yu, J. G., and Olefsky, J. M. (1998) Regulation of skeletal muscle hexokinase II by insulin in nondiabetic and NIDDM subjects, Diabetes, 47, 1107-1113, doi: 10.2337/diabetes.47.7.1107.

34. Vestergaard, H., Bjorbaek, C., Hansen, T., Larsen, F. S., Granner, D. K., and Pedersen, O. (1995) Impaired activity and gene expression of hexokinase II in muscle from non-insulin-dependent diabetes mellitus patients, J. Clin. Invest., 96, 2639-2645, doi: 10.1172/JCI118329.

35. Ritov, V. B., and Kelley, D. E. (2001) Hexokinase isozyme distribution in human skeletal muscle, Diabetes, 50, 1253-1262, doi: 10.2337/diabetes.50.6.1253.

36. Mandarino, L. J., Printz, R. L., Cusi, K. A., Kinchington, P., O’Doherty, R. M., Osawa, H., Sewell, C., Consoli, A., Granner, D. K., and DeFronzo, R. A. (1995) Regulation of hexokinase II and glycogen synthase mRNA, protein, and activity in human muscle, Am. J. Physiol., 269, E701-708, doi: 10.1152/ajpendo.1995.269.4.E701.

37. Wilson, J. E. (1995) Hexokinases, Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol., 126, 65-198, doi: 10.1007/BFb0049776.

38. Cunha, T. F., Vieira, J. S., Santos, J. B., Coelho, M. A., Brum, P. C., and Gabriel-Costa, D. (2022) Lactate modulates cardiac gene expression in mice during acute physical exercise, Braz. J. Med. Biol. Res., 55, e11820, doi: 10.1590/1414-431X2022e11820.

39. BeltrandelRio, H., and Wilson, J. E. (1991) Hexokinase of rat brain mitochondria: relative importance of adenylate kinase and oxidative phosphorylation as sources of substrate ATP, and interaction with intramitochondrial compartments of ATP and ADP, Arch. Biochem. Biophys., 286, 183-194, doi: 10.1016/0003-9861(91)90026-f.

40. Saraiva, L. M., Seixas da Silva, G. S., Galina, A., da-Silva, W. S., Klein, W. L., Ferreira, S. T., and De Felice, F. G. (2010) Amyloid-beta triggers the release of neuronal hexokinase 1 from mitochondria, PLoS One, 5, e15230, doi: 10.1371/journal.pone.0015230.

41. De-Souza-Ferreira, E., Rios-Neto, I. M., Martins, E. L., and Galina, A. (2019) Mitochondria-coupled glucose phosphorylation develops after birth to modulate H2 O2 release and calcium handling in rat brain, J. Neurochem., 149, 624-640, doi: 10.1111/jnc.14705.

42. Silva-Rodrigues, T., de-Souza-Ferreira, E., Machado, C. M., Cabral-Braga, B., Rodrigues-Ferreira, C., and Galina, A. (2020) Hyperglycemia in a type 1 Diabetes Mellitus model causes a shift in mitochondria coupled-glucose phosphorylation and redox metabolism in rat brain, Free Radic. Biol. Med., 160, 796-806, doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2020.09.017.

43. Tan, V. P., Smith, J. M., Tu, M., Yu, J. D., Ding, E. Y., and Miyamoto, S. (2019) Dissociation of mitochondrial HK-II elicits mitophagy and confers cardioprotection against ischemia, Cell Death Dis, 10, 730, doi: 10.1038/s41419-019-1965-7.

44. Rabbani, N., Xue, M., and Thornalley, P. J. (2022) Hexokinase-2-linked glycolytic overload and unscheduled glycolysis-driver of insulin resistance and development of vascular complications of diabetes, Int. J. Mol. Sci., 23, doi: 10.3390/ijms23042165.

45. Bryson, J. M., Coy, P. E., Gottlob, K., Hay, N., and Robey, R. B. (2002) Increased hexokinase activity, of either ectopic or endogenous origin, protects renal epithelial cells against acute oxidant-induced cell death, J. Biol. Chem., 277, 11392-11400, doi: 10.1074/jbc.M110927200.

46. Ahmad, A., Ahmad, S., Schneider, B. K., Allen, C. B., Chang, L. Y., and White, C. W. (2002) Elevated expression of hexokinase II protects human lung epithelial-like A549 cells against oxidative injury, Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol., 283, L573-584, doi: 10.1152/ajplung.00410.2001.

47. Shilovsky, G. A., Putyatina, T. S., Ashapkin, V. V., Yamskova, O. V., Lyubetsky, V. A., Sorokina, E. V., Shram, S. I., Markov, A. V., and Vyssokikh, M. Y. (2019) Biological diversity and remodeling of cardiolipin in oxidative stress and age-related pathologies, Biochemistry (Moscow), 84, 1469-1483, doi: 10.1134/S000629791912006X.

48. Bratic, I., and Trifunovic, A. (2010) Mitochondrial energy metabolism and ageing, Biochim. Biophys. Acta, 1797, 961-967, doi: 10.1016/j.bbabio.2010.01.004.

49. Pedersen, Z. O., Pedersen, B. S., Larsen, S., and Dysgaard, T. (2023) A scoping review investigating the “gene-dosage theory” of mitochondrial DNA in the healthy skeletal muscle, Int. J. Mol. Sci., 24, doi: 10.3390/ijms24098154.

50. Holloway, G. P., Holwerda, A. M., Miotto, P. M., Dirks, M. L., Verdijk, L. B., and van Loon, L. J. C. (2018) Age-associated impairments in mitochondrial ADP sensitivity contribute to redox stress in senescent human skeletal muscle, Cell Rep., 22, 2837-2848, doi: 10.1016/j.celrep.2018.02.069.

51. BeltrandelRio, H., and Wilson, J. E. (1992) Coordinated regulation of cerebral glycolytic and oxidative metabolism, mediated by mitochondrially bound hexokinase dependent on intramitochondrially generated ATP, Arch. Biochem. Biophys., 296, 667-677, doi: 10.1016/0003-9861(92)90625-7.

52. Vincent, A. M., Olzmann, J. A., Brownlee, M., Sivitz, W. I., and Russell, J. W. (2004) Uncoupling proteins prevent glucose-induced neuronal oxidative stress and programmed cell death, Diabetes, 53, 726-734, doi: 10.2337/diabetes.53.3.726.

53. Bellanti, F., Lo Buglio, A., and Vendemiale, G. (2022) Muscle delivery of mitochondria-targeted drugs for the treatment of sarcopenia: rationale and perspectives, Pharmaceutics, 14, doi: 10.3390/pharmaceutics14122588.

54. Russell, J. W., Golovoy, D., Vincent, A. M., Mahendru, P., Olzmann, J. A., Mentzer, A., and Feldman, E. L. (2002) High glucose-induced oxidative stress and mitochondrial dysfunction in neurons, FASEB J., 16, 1738-1748, doi: 10.1096/fj.01-1027com.

55. Green, K., Brand, M. D., and Murphy, M. P. (2004) Prevention of mitochondrial oxidative damage as a therapeutic strategy in diabetes, Diabetes, 53 Suppl 1, S110-118, doi: 10.2337/diabetes.53.2007.s110.

56. Vyssokikh, M. Y., Zorova, L., Zorov, D., Heimlich, G., Jurgensmeier, J. J., and Brdiczka, D. (2002) Bax releases cytochrome c preferentially from a complex between porin and adenine nucleotide translocator. Hexokinase activity suppresses this effect, Mol. Biol. Rep., 29, 93-96, doi: 10.1023/a:1020383108620.

57. Beutner, G., Ruck, A., Riede, B., and Brdiczka, D. (1997) Complexes between hexokinase, mitochondrial porin and adenylate translocator in brain: regulation of hexokinase, oxidative phosphorylation and permeability transition pore, Biochem. Soc. Trans., 25, 151-157, doi: 10.1042/bst0250151.

58. Kunji, E. R., Aleksandrova, A., King, M. S., Majd, H., Ashton, V. L., Cerson, E., Springett, R., Kibalchenko, M., Tavoulari, S., Crichton, P. G., and Ruprecht, J. J. (2016) The transport mechanism of the mitochondrial ADP/ATP carrier, Biochim. Biophys. Acta, 1863, 2379-2393, doi: 10.1016/j.bbamcr.2016.03.015.

59. Duncan, A. L., Ruprecht, J. J., Kunji, E. R. S., and Robinson, A. J. (2018) Cardiolipin dynamics and binding to conserved residues in the mitochondrial ADP/ATP carrier, Biochim. Biophys. Acta Biomembr., 1860, 1035-1045, doi: 10.1016/j.bbamem.2018.01.017.

60. Allouche, M., Pertuiset, C., Robert, J. L., Martel, C., Veneziano, R., Henry, C., dein, O. S., Saint, N., Brenner, C., and Chopineau, J. (2012) ANT-VDAC1 interaction is direct and depends on ANT isoform conformation in vitro, Biochem. Biophys. Res. Commun., 429, 12-17, doi: 10.1016/j.bbrc.2012.10.108.